Comparación de la variabilidad en los datos de mortalidad generados por el bioensayo en botella de los CDC, la prueba en tubo de la OMS y el bioensayo de aplicación tópica con mosquitos Aedes aegypti

Parásitos y vectores volumen 15, Número de artículo: 476 (2022) Citar este artículo

1549 Accesos

1 Citas

17 Altmetric

Detalles de métricas

La resistencia a los insecticidas sigue siendo un importante problema de salud pública. La vigilancia de la resistencia es fundamental para el control eficaz de los vectores y la planificación del manejo de la resistencia. Los bioensayos de susceptibilidad a insecticidas comúnmente utilizados para mosquitos son el bioensayo de botella de los CDC y la prueba de tubo de la OMS. Menos comúnmente utilizado en el campo, pero considerado el estándar de oro para evaluar la susceptibilidad a los insecticidas en el desarrollo de nuevos insecticidas, es el bioensayo de aplicación tópica. Cada uno de estos bioensayos tiene diferencias críticas en la forma en que evalúan la susceptibilidad a los insecticidas que afectan su capacidad para diferenciar entre poblaciones resistentes y susceptibles o determinar diferentes niveles de intensidad de resistencia.

Comparamos el bioensayo de botella de los CDC, la prueba de tubo de la OMS y el bioensayo de aplicación tópica para establecer la dosis-respuesta contra la deltametrina (DM) usando la cepa MC1 de Aedes aegypti resistente a DM. Se expuso a los mosquitos a una variedad de concentraciones de insecticida para establecer una curva de dosis-respuesta y evaluar la variación en torno a las predicciones del modelo. Además, se expusieron 10 repeticiones de 20 a 25 mosquitos a una dosis fija con mortalidad intermedia para evaluar el grado de variación de la mortalidad.

El bioensayo de aplicación tópica exhibió la cantidad más baja de variación en los datos de dosis-respuesta, seguido por la prueba de tubo de la OMS. El bioensayo de la botella de los CDC tuvo el mayor nivel de variación. En el experimento de dosis fija, se encontró una variación más alta para el bioensayo de botella de los CDC en comparación con la prueba de tubo de la OMS y el bioensayo de aplicación tópica.

Estos datos sugieren que el bioensayo de la botella de los CDC tiene el poder más bajo y el bioensayo de aplicación tópica el poder más alto para diferenciar entre poblaciones resistentes y susceptibles y evaluar cambios a lo largo del tiempo y entre poblaciones. Esta observación tiene implicaciones significativas para la interpretación de los resultados de vigilancia de diferentes ensayos. En última instancia, será importante analizar las herramientas óptimas de vigilancia de la resistencia a los insecticidas en términos del objetivo de la vigilancia, la practicidad en el campo y la precisión de la herramienta para alcanzar ese objetivo.

La resistencia a los insecticidas es un problema evolutivo continuo. Ha contribuido a la perpetuación de enfermedades transmitidas por mosquitos, como el zika, el dengue, el chikungunya y la malaria, debido al fracaso de las intervenciones de control de vectores, como la nebulización y los mosquiteros insecticidas [1,2,3,4]. La vigilancia intensa de la resistencia a los insecticidas de insecticidas antiguos y nuevos, y las mejores estrategias de manejo de la resistencia son cruciales para controlar de manera efectiva las enfermedades transmitidas por vectores [2, 5, 6]. Los datos de vigilancia se utilizan para identificar perfiles de resistencia en un área determinada, lo que puede ayudar a identificar cuándo y dónde está surgiendo o extendiéndose la resistencia e informar las estrategias de prevención de la resistencia. La detección temprana de la resistencia permite un cambio en el uso de la clase de insecticida, y la recopilación precisa de datos en estos entornos es imperativa, ya que es importante no subestimar o sobrestimar la resistencia. La subestimación podría conducir al uso continuo de un producto químico defectuoso y, por lo tanto, reducir el control de vectores, el desperdicio de recursos (dinero y tiempo) al aplicar un producto ineficaz y la posible selección de niveles más altos de resistencia en la población de mosquitos. Estas observaciones falsas negativas podrían ocurrir debido a la sensibilidad insuficiente del ensayo para detectar con precisión una mortalidad inferior al 90 o 97 %, el uso de un tamaño de muestra pequeño (lo que da lugar a resultados falsos debido a la variación aleatoria), imprecisión en la preparación del ensayo (los mosquitos recogen más insecticida de lo previsto), manipulación brusca (los mosquitos mueren por manipulación brusca en lugar de exposición a insecticidas) o evaluación de mortalidad inexacta. Por otro lado, la sobreestimación podría llevar a que los insecticidas eficaces se reemplacen innecesariamente por otros novedosos, lo que podría ser particularmente problemático cuando estos insecticidas alternativos son más caros y, por lo tanto, reducen la cobertura de los hogares que pueden tratarse. Dichos falsos positivos podrían ocurrir de manera similar debido a la falta de sensibilidad del ensayo para detectar con precisión una mortalidad inferior al 90 o 97 %, tamaños de muestra demasiado pequeños, imprecisión en la preparación del ensayo (exposición de mosquitos a dosis demasiado pequeñas) e imprecisión en la evaluación mortalidad (por ejemplo, identificar mosquitos con vuelo errático como vivos, mientras que sigue la definición de "muertos" [5, 7]). Por lo tanto, es importante mantener la preparación del bioensayo estandarizada, la evaluación de la mortalidad lo más objetiva posible y elegir ensayos con el más alto nivel de precisión [8]. Dado que obtener un número suficiente de mosquitos es un problema en muchas áreas, es preferible un bioensayo con un bajo nivel de variación, ya que reduce el número de mosquitos necesarios para tener confianza en la clasificación de una población resistente frente a una susceptible. Sin embargo, el nivel de variación inherente que produce cada bioensayo nunca se ha establecido por completo.

Los bioensayos más comunes para la vigilancia de rutina de los vectores adultos de la malaria son los ensayos de umbral, en los que se mide la respuesta fenotípica de una muestra de vector después de la exposición a una concentración diagnóstica de un insecticida (normalmente el doble de la concentración letal que mata al 99 % de los mosquitos susceptibles). Si la mortalidad está entre el 90 y el 97 %, se define que las poblaciones tienen "sospecha de resistencia" y se debe repetir el ensayo para confirmar la resistencia. Si la mortalidad cae por debajo del 90%, la población se define como resistente confirmada [5]. Después de un primer ensayo de umbral, se podrían realizar ensayos de intensidad para determinar la supervivencia a dosis más altas, típicamente 5x y 10x la concentración de diagnóstico, para determinar si la intensidad de la resistencia es baja, moderada o alta [5]. Estos diferentes niveles de intensidad de la resistencia se han asociado con el grado en que las herramientas de control de vectores, como los mosquiteros insecticidas de larga duración (LLIN, por sus siglas en inglés), son efectivas después de múltiples exposiciones [9]. Sin embargo, en general, estos ensayos están diseñados para establecer la resistencia técnica de una población: para evaluar si la población ha cambiado su respuesta fenotípica en el tiempo o en el espacio. El valor predictivo de tales ensayos con respecto a la efectividad de una herramienta de control de vectores en el campo es limitado [5, 10]. Los dos bioensayos de umbral más utilizados son la prueba de tubo de la Organización Mundial de la Salud (OMS) [5] y el bioensayo de botella de los Centros para el Control y la Prevención de Enfermedades (CDC) [7], los cuales exponen a los mosquitos a los insecticidas a través del contacto tarsal (es decir, el mosquito se posa en una superficie tratada). La prueba de tubo de la OMS consiste en introducir mosquitos en un tubo de plástico revestido con papel recubierto con insecticida y un aceite portador. El bioensayo de la botella de los CDC consiste en aspirar mosquitos en una botella de vidrio recubierta con un insecticida. Recientemente, se introdujo el bioensayo en botella de la OMS como una versión modificada del bioensayo en botella de los CDC para probar principios activos como el piriproxifeno que, debido a sus propiedades químicas, evitan su impregnación en los papeles de filtro [5, 11]. Además de los ensayos de umbral, existen bioensayos que establecen curvas dosis-respuesta que permiten el cálculo de relaciones de resistencia en relación con una cepa susceptible, como el bioensayo de aplicación tópica. Los mosquitos se dosifican individualmente con un rango de dosis de insecticida [12,13,14]. El bioensayo de aplicación tópica se considera el estándar de oro para los estudios de toxicología y la OMS lo recomienda en los estudios de fase I para determinar la toxicidad de los insecticidas y evaluar la resistencia cruzada [15]. Si bien el bioensayo de aplicación tópica se usa ocasionalmente como una herramienta de vigilancia de la resistencia a los insecticidas (p. ej., [16,17,18,19]) y recientemente se recomendó como una nueva herramienta de vigilancia para los insecticidas ingeridos por vía oral [14], no se usa de forma rutinaria en áreas endémicas de malaria para monitorear la resistencia en los vectores de la malaria.

Hay diferencias importantes en cómo funcionan los diferentes bioensayos y lo que miden. En primer lugar, el método de contacto del insecticida varía, con pruebas de frascos de los CDC y tubos de la OMS que exponen a los mosquitos a través del contacto tarsal y ensayos de aplicación tópica a través de la aplicación directa sobre la cutícula. El tiempo de exposición en el bioensayo de botella de CDC es de 30 min, mientras que en la prueba de tubo de la OMS es de 1 h, y en el bioensayo de aplicación tópica la exposición es instantánea debido a la aplicación directa. En la prueba de tubo de la OMS, el insecticida se mezcla con un aceite portador y se impregna en papel. La preparación de estos documentos está centralizada y los documentos se pueden solicitar a Universiti Sains Malaysia. Las concentraciones a las que los mosquitos están expuestos en el bioensayo de la botella de los CDC y los ensayos tópicos generalmente se preparan en cada sitio de investigación, aunque las concentraciones preparadas previamente para el bioensayo de la botella de los CDC se pueden solicitar a los CDC de forma gratuita [20]. La prueba de tubo de la OMS proporciona un lugar de descanso sin tratar en cada extremo del tubo cilíndrico donde los mosquitos podrían no estar expuestos al insecticida durante un período o toda la duración de la prueba. La evaluación de la mortalidad en el bioensayo de botella de los CDC ocurre al final del tiempo de exposición de 30 min, mientras que es 24 h después de la exposición en la prueba de tubo de la OMS y la aplicación tópica. El manejo de los mosquitos también es diferente, ya que los mosquitos se eliminan con CO2 o hielo en la aplicación tópica y se manipulan con pinzas y cepillos, mientras que los mosquitos se transfieren exclusivamente mediante aspiración manual en los otros dos ensayos. Por último, el ensayo de aplicación tópica evalúa la dosis por miligramo de mosquito al controlar el peso promedio de cada cohorte de mosquitos, mientras que el peso no se controla en la prueba de la botella de los CDC o del tubo de la OMS (Fig. 1). Estas diferencias entre los ensayos podrían conducir a diferencias en la determinación de la susceptibilidad a los insecticidas de las poblaciones de mosquitos.

Descripción general de las diferencias entre el bioensayo en botella de los CDC (columna izquierda), la prueba en tubo de la OMS (columna central) y el bioensayo de aplicación tópica (columna derecha). Ver la sección de métodos para más detalles

Se han realizado varios estudios para comparar dos de los bioensayos más utilizados, los bioensayos en botella de los CDC y las pruebas en tubo de la OMS, que son muy contradictorios. Algunos estudios informan un acuerdo pobre [21,22,23], algunos niveles altos de acuerdo [23,24,25] y algunos niveles intermedios [23, 26,27,28,29], particularmente cuando se comparan poblaciones moderadamente resistentes. Pocos estudios han comparado el bioensayo de aplicación tópica con otros bioensayos existentes para mosquitos. Un estudio en Francia sobre Aedes aegypti y Aedes albopictus usó aplicaciones tópicas y pruebas de tubo de la OMS para establecer curvas de dosis-respuesta y encontró valores de relación de resistencia bastante similares, aunque debe señalarse que los mosquitos eran muy susceptibles, por lo que los valores de relación de resistencia eran bajos y, por lo tanto, las diferencias de potencial son difíciles de detectar [30]. Sin embargo, otro estudio en Florida, EE. UU., encontró que el bioensayo de aplicación tópica fue capaz de detectar diferencias en la susceptibilidad a los insecticidas en mosquitos de campo que no se detectaron usando el bioensayo de botella de los CDC [18], y un estudio similar en Malasia mostró que el tubo de la OMS La prueba no pudo identificar las cepas de campo como resistentes, mientras que los ensayos de aplicación tópica identificaron ambas como resistentes [17]. En todos los estudios anteriores se observaron diferencias sobre todo en poblaciones moderadamente resistentes, lo cual es lógico ya que la variación solo se puede observar cuando la mortalidad media es inferior al 100% y superior al 0%, que es donde se encuentran. Sin embargo, es preocupante que sean las poblaciones moderadamente resistentes las que deberíamos tratar de identificar de manera temprana y precisa.

Los ensayos cuantitativos de dosis-respuesta de las poblaciones de campo proporcionarán información más precisa sobre el estado de susceptibilidad a los insecticidas de las poblaciones de mosquitos que los ensayos de umbral [18, 23, 29, 31]. De hecho, los ensayos de intensidad para los bioensayos de botella de los CDC [7, 32] y la prueba de tubo de la OMS [5] ahora se recomiendan y se usan más ampliamente, aunque el número limitado de dosis probadas no será adecuado para realizar análisis de dosis-respuesta [33]. Un análisis de dosis-respuesta requiere una mayor cantidad de mosquitos y, dependiendo de la variabilidad de los datos, se necesitan más repeticiones para obtener poder estadístico. Dado que el número de mosquitos ya es una limitación en los bioensayos de campo actuales, este es uno de los principales obstáculos para recopilar este tipo de datos. Se han observado altos niveles de variabilidad en los bioensayos de botellas de los CDC y también, hasta cierto punto, en las pruebas de tubos de la OMS [22, 29]. Dado que la dosis que los mosquitos captan en los bioensayos tópicos está muy controlada, se espera que la desviación en la mortalidad para los ensayos de aplicación tópica sea menor. Aquí comparamos el bioensayo de botella de los CDC, la prueba de tubo de la OMS y el bioensayo de aplicación tópica uno al lado del otro usando un Ae. cepa aegypti que es resistente a los piretroides. Nuestro objetivo principal fue comparar la variabilidad dentro de los ensayos cuando se establecen curvas de dosis-respuesta con una cepa de mosquito endogámica idéntica, en condiciones de laboratorio controladas realizadas por el mismo investigador.

Se realizaron cuatro réplicas de cuatro a seis concentraciones diferentes de deltametrina (DM) para construir curvas de dosis-respuesta para tres bioensayos diferentes: bioensayo en botella de los CDC, prueba en tubo de la OMS y bioensayo de aplicación tópica. Estas concentraciones se eligieron mediante la realización de bioensayos preliminares de búsqueda de rango que dieron como resultado una mortalidad que oscilaba entre 0 y 100 %. Todos los bioensayos se realizaron entre las 8:30 am y las 4:30 pm y en condiciones ambientales (21 ± 2 °C, 23 ± 3 % de humedad relativa [HR]). En todos los bioensayos, un mosquito se consideró "muerto" si no podía mantenerse erguido o volar con un movimiento coordinado. Todos los frascos de los CDC, los tubos de la OMS y los vasos de plástico tópicos se etiquetaron con identificaciones aleatorias para la evaluación ciega de la mortalidad y fueron realizados por el mismo investigador. Se realizaron réplicas de dosis individuales en días diferentes para evitar el sesgo de día a día.

Para evaluar más a fondo la variación entre los ensayos de insecticidas, se realizaron 10 repeticiones con una dosis fija, cercana a la concentración/dosis letal que mata al 50 % de los mosquitos expuestos (LC50 o LD50). Si los experimentos preliminares revelaron réplicas con 0% o 100% de mortalidad, se usó una dosis más alta o más baja, respectivamente, para poder evaluar el rango completo de variación alrededor de la media. Estos ensayos se completaron en dos experimentos separados para cada ensayo, por lo tanto, cinco réplicas de la misma dosis el mismo día, con el mismo grupo de mosquitos, similar a una prueba de tubo típica de la OMS y un bioensayo de botella de los CDC.

El Ae. En este estudio se utilizó la cepa aegypti MC1 (Condado de Maricopa). Los huevos de esta cepa resistente a los piretroides se recolectaron en el área de Phoenix del condado de Maricopa, Arizona, EE. UU., en 2018 y se criaron continuamente en un insectario desde entonces. MC1 es una cepa resistente homocigota y posee dos mutaciones puntuales conocidas en el gen kdr: V1016I y F1534C (datos no publicados). La mutación V1016I confiere resistencia a los insecticidas permetrina y deltametrina [34]. La mutación F1534C confiere resistencia a la permetrina y otros piretroides tipo I, además de los organoclorados [19, 34,35,36], pero probablemente no confiere resistencia a los piretroides tipo II a menos que se combine con otra mutación kdr [36]. Los mosquitos se criaron en un insectario de nivel 1 de contención de artrópodos (ACL-1) en la Universidad Estatal de Arizona (EE. UU.) en condiciones estándar de crianza en incubadoras configuradas a 27 °C, 80 % de HR y un fotoperíodo de 12:12 h [12] . Todos los mosquitos analizados tenían entre 2 y 5 días de edad, eran hembras y no se alimentaban de sangre.

Las soluciones de deltametrina (Pestanal®, Sigma-Aldrich) se prepararon usando el método gravimétrico (usando la masa de insecticida y la masa de acetona en lugar del volumen de acetona) [12]. Las soluciones se prepararon en tubos Falcon de 15 ml con la tapa envuelta en parafilm (para reducir la evaporación). Los tubos se cubrieron con papel de aluminio (para evitar la exposición a los rayos UV), se colocaron en una bolsa de plástico con cierre hermético (para reducir la evaporación) y se almacenaron a -20 °C para evitar aún más la evaporación. Las soluciones se dejaron reposar a temperatura ambiente durante al menos 1 h hasta su uso.

Se siguieron los procedimientos generales tal como se describe en las pautas de bioensayo en botella de los CDC [7]. Para crear curvas de dosis-respuesta, se recubrieron individualmente cinco botellas de Wheaton® de vidrio de 250 ml con una concentración diferente de MS y una botella se recubrió solo con acetona para el control. Para recubrir los frascos, se pipeteó 1 ml de solución insecticida (o acetona) en los frascos. Las botellas fueron tapadas y manipuladas de modo que el insecticida cubriera todas las partes de las botellas y tapas. Luego se destaparon las botellas y se colocaron en un rotador de botellas (Cole-Parmer®) durante 15 min para permitir que el insecticida cubriera uniformemente las botellas y la acetona se evaporara. Los frascos se almacenaron sin tapar en la oscuridad durante un mínimo de 1 h y un máximo de 23 h hasta su uso en el ensayo. Se aspiraron aproximadamente 25 (IC 95 %: 22,7–28,3) mosquitos en las botellas, y los mosquitos se expusieron en las botellas durante 30 minutos, después de lo cual se derribaron (incapacidad para pararse sobre las piernas o tener un vuelo coordinado, es decir, "muerto"). fue evaluado [37].

Se siguieron los procedimientos descritos en el procedimiento operativo estándar para probar la susceptibilidad a los insecticidas de los mosquitos adultos en las pruebas de tubo de la OMS [5]. Para preparar los papeles tratados con insecticida, se cortó papel de filtro (Whatman™ No. 1) en dimensiones de 12 × 15 cm. Las concentraciones de deltametrina se prepararon mezclando el insecticida con acetona y aceite de oliva (MP Biomedicals, Fisher Scientific). Se utilizó aceite de oliva en lugar de aceite de silicona, ya que es menos viscoso y conduce a concentraciones más precisas. Las soluciones de DM se pipetearon gota a gota en una rejilla sobre los papeles individuales. El papel de control se trató únicamente con acetona y aceite de oliva. Los papeles se dejaron secar en una campana de humos durante 24 horas y posteriormente se almacenaron en un frigorífico a 4 °C, envueltos individualmente en papel de aluminio. Cuando estaba listo para usar, cada papel se colocó en tubos de exposición de plástico individuales del kit de prueba de tubos de la OMS (adquirido de la Universiti Sains Malaysia, Unidad de Investigación de Control de Vectores). Se colocó papel filtrado sin tratar (cortado en las mismas dimensiones) en tubos de sujeción individuales. Se aspiraron aproximadamente 25 mosquitos en un tubo de retención. Después de 1 h, los mosquitos fueron persuadidos con golpecitos y una breve ráfaga de aire para pasar del tubo de retención al tubo de exposición forrado con papel insecticida durante aproximadamente 1 min hasta que la mayoría de los mosquitos entraron en el tubo de exposición (el número medio expuesto fue 24,0, 95 % IC: 18,9-29,2). Después de 1 h de exposición, se registró el derribo y los mosquitos se transfirieron nuevamente a los tubos de retención vacíos. Se les proporcionó una solución de sacarosa al 10 % y se colocaron en una incubadora a 27 °C y 80 % de HR. La mortalidad se registró a las 24 h. Los papeles se utilizaron hasta seis veces, siguiendo las directrices de la OMS.

Los mosquitos se aspiraron fuera de una jaula en tubos de halcón, que se taparon inmediatamente y se colocaron en hielo. Los mosquitos permanecieron en hielo durante al menos 30 minutos antes de que ocurriera la dosificación. Una vez que los mosquitos fueron eliminados lo suficiente, se vertieron en una bandeja en una hielera llena de hielo, se recogieron con unas pinzas y se colocaron en pequeños vasos de plástico con hielo, cada uno de los cuales contenía 25 mosquitos. Cada taza de mosquitos se pesó con una precisión de 0,1 g usando una microbalanza, y luego se dosificó a los mosquitos con 0,5 μl de solución de control o insecticida usando una jeringa de vidrio de precisión (Hamilton™ 80465, Fisher Scientific). Después de la dosificación, los mosquitos se volvieron a verter en sus respectivos vasos de plástico, provistos de solución de sacarosa al 10 %, y se colocaron en una incubadora a 27 °C y 80 % de HR. La mortalidad se evaluó 24 h después.

La corrección de Abbott se aplicó al control de la mortalidad natural utilizando la mortalidad en la botella de control para cada prueba que se realizó durante el mismo período [38]. Si la mortalidad en el grupo de control estaba por encima del 20%, todas las pruebas concurrentes se descartaron y se repitieron. Se realizaron dos análisis diferentes de dosis-respuesta para comparar los tres ensayos con los dos métodos comúnmente utilizados en el programa estadístico R v4.1.3 [39]. En primer lugar, se realizó un análisis probit siguiendo el script BioRssay, similar al paquete BioRssay disponible [40]. Para esto, la mortalidad corregida de Abbott se transformó en valores probit y se ajustó un modelo lineal generalizado (GLM) utilizando valores de concentración (o dosis) transformados logarítmicamente con la familia cuasi-binomial para tener en cuenta la posible sobredispersión. Los valores R-cuadrado de McFadden para el ajuste se calcularon como 1 - log modelo de probabilidad/log probabilidad nula. La CL50 para el bioensayo en botella de los CDC y la prueba en tubo de la OMS y la DL50 para el bioensayo de aplicación tópica se calcularon con el correspondiente IC del 95 % basado en el error estándar del modelo. A continuación, se realizó una regresión logística de n parámetros utilizando el paquete nplr y se eligió el modelo con el número óptimo de parámetros basado en un estimador de bondad de ajuste ponderado [41]. La CL50 y la DL50 con sus IC del 95 % se estimaron en función de los errores estándar del modelo óptimo. En el experimento de dosis fija, la homogeneidad de la varianza se evaluó mediante la prueba de Levene, con posteriores comparaciones por pares utilizando la corrección de Bonferroni para comparaciones múltiples.

La mortalidad de la cepa MC1 cuando se expuso a la dosis diagnóstica para Aedes aegypti del bioensayo en frasco de los CDC (10 mg/frasco) fue del 69,0 %, y la mortalidad con la dosis diagnóstica de la prueba en tubo de la OMS (0,03 %) fue del 0 % (establecida usando solo una réplica de 25 mosquitos), ambos demostrando que esta cepa es resistente a la DM. La mortalidad en los frascos de control no tratados para los bioensayos de frascos de los CDC fue del 0 % en todos los experimentos de dosis-respuesta (6 de 6 frascos de control), del 4 % en una de las pruebas de tubo de la OMS (1 de 7 controles) y del 8 %, dos veces 4% y dos veces 0% en los bioensayos tópicos.

En la regresión logística de n parámetros, un modelo de cinco parámetros tuvo la mayor bondad de ajuste para los tres ensayos. El bioensayo de aplicación tópica tuvo la mayor bondad de ajuste (0,88), seguido de la prueba de tubo de la OMS (0,55) y el más bajo fue el bioensayo de botella de CDC (0,31) (Fig. 2). La CL50 para el bioensayo de la botella de los CDC utilizando el modelo de regresión logística de cinco parámetros fue de 6,81 µg/botella (no se pudo estimar un IC del 95 % confiable), la CL50 para la prueba de la probeta de la OMS fue del 0,76 % (IC del 95 %: 0,35–1,66) y la DL50 para el bioensayo de aplicación tópica fue de 0,36 ng/mg de mosquito (IC del 95 %: 0,23–0,59).

Los datos de dosis-respuesta de Ae. mosquitos hembra aegypti expuestos a deltametrina en bioensayos de botella de los CDC (A), pruebas de tubo de la OMS (B) y bioensayos de aplicación tópica (C). La dosis de insecticida se presenta en una escala log10, la mortalidad se presenta en una escala normal. La línea de tendencia se basa en una regresión logística de cinco parámetros con bandas de confianza del 95 % asociadas

Para los tres ensayos, la concentración o dosis de insecticida se correlacionó significativamente con la mortalidad en el análisis probit (P = 0,038, P < 0,001, P < 0,001 para el bioensayo en botella de los CDC, la prueba en tubo de la OMS y el bioensayo tópico, respectivamente, Fig. 3). La varianza en la curva de dosis-respuesta fue la más baja para el bioensayo tópico, con un valor R cuadrado de McFadden de 0,76, seguida por la prueba en tubo de la OMS (R2McFadden = 0,44) y la más alta para los bioensayos de botella de los CDC (R2McFadden = 0,17). ). El cálculo de LC50 para el bioensayo de botella de los CDC fue de 6,97 μg/botella (95 % IC: 4,0–12,1), el LC50 para la prueba en tubo de la OMS fue de 0,74 % (95 % IC: 0,56–0,99) y el LD50 para el bioensayo tópico fue de 0,39 ng/mg (IC 95%: 0,31-0,49).

Los datos de dosis-respuesta de Ae. mosquitos hembra aegypti expuestos a deltametrina en bioensayos de botella de los CDC (A), pruebas de tubo de la OMS (B) y bioensayos de aplicación tópica (C). La dosis de insecticida se presenta en una escala log10, la mortalidad se presenta en una escala probit. La línea de tendencia se basa en un modelo lineal general con una función de enlace probit, se proporciona el valor McFadden R-squared para cada ajuste

Para evaluar la variación de los ensayos con una dosis fija, se expusieron 10 réplicas a 3,89 μg/botella en el bioensayo de botella de los CDC, 1 % de deltametrina por papel en la prueba de tubo de la OMS y una media de 0,30 ng de deltametrina/mg de mosquito (95 % IC: 0,29–0,31, variación según el peso medio del mosquito por repetición). La mortalidad media fue del 35,9 % en el bioensayo de botella de los CDC, del 79,7 % en la prueba de tubo de la OMS y del 35,5 % en el bioensayo de aplicación tópica. Las 10 réplicas de cada ensayo tuvieron una mortalidad inferior al 100 % y superior al 0 %; por lo tanto, el análisis de varianza podría realizarse de manera confiable (Archivos adicionales 1, 2, 3). Se observó una diferencia altamente significativa en el nivel de varianza entre los diferentes ensayos (prueba de Levene, F(2,27) = 6,3, P = 0,006, Fig. 4). Las comparaciones por pares mostraron una varianza significativamente más alta en el ensayo de botella de los CDC que en la prueba de tubo de la OMS (P = 0,007; Padj = 0,020) y una varianza más alta en el ensayo de botella de los CDC que en el bioensayo tópico, aunque esta última comparación no fue significativa después de la corrección de Bonferroni (P = 0,043; Padj = 0,13). No se observaron diferencias en la varianza entre la prueba de tubo de la OMS y el bioensayo de aplicación tópica (P = 0,18; Padj = 0,54).

Evaluación de la variación en una sola dosis para el bioensayo de botella de los CDC (3,89 ng/botella), la prueba de tubo de la OMS (1,0%) y el bioensayo de aplicación tópica (promedio de 0,30 ng/mg de mosquito). Los círculos y triángulos indican datos recopilados en dos días diferentes

El objetivo de este estudio fue comparar la variación en los datos de mortalidad del bioensayo en botella de los CDC, la prueba en tubo de la OMS y el bioensayo de aplicación tópica. La mayor variación se observó en las curvas de dosis-respuesta generadas por el bioensayo de botella de los CDC, seguido por la prueba de tubo de la OMS y finalmente el bioensayo de aplicación tópica (Figs. 2, 3). Se observó menos variación cuando se probó una dosis única con múltiples réplicas en un solo día, lo que demuestra el papel adicional de la variación día a día. Sin embargo, incluso con múltiples repeticiones en un solo día, se observó una variación considerablemente mayor en la mortalidad dentro del bioensayo de botella de los CDC en comparación con la prueba de tubo de la OMS y el bioensayo de aplicación tópica (Fig. 4). El aumento de los niveles de variación aleatoria en la mortalidad observada conduciría a una mayor probabilidad de error al determinar el estado de susceptibilidad de las poblaciones de mosquitos y, por lo tanto, afectaría las decisiones de control de vectores, así como una potencia reducida para establecer si el estado de susceptibilidad está cambiando con el tiempo o es diferente entre ubicaciones. Para garantizar el poder estadístico suficiente para realizar tales comparaciones, los bioensayos de botellas de los CDC pueden necesitar más botellas repetidas que la prueba de tubo de la OMS y el bioensayo de aplicación tópica. Actualmente, el bioensayo de la botella de los CDC recomienda 80–100 mosquitos en forma de cuatro repeticiones de 20–25 mosquitos por dosis [7] y la prueba de tubo de la OMS recomienda 100 mosquitos expuestos en forma de cuatro repeticiones de 25 mosquitos por dosis [5] , aunque no se da la justificación de estos números. No existen pautas formales para el bioensayo de aplicación tópica, aunque si se usa para establecer curvas de dosis-respuesta, la cantidad total de mosquitos utilizados es mayor que el bioensayo de botella de los CDC o la prueba de tubo de la OMS, ya que se deben probar dosis múltiples a menos que se realicen ensayos de intensidad. , que requieren dos o tres veces el número de mosquitos. Si se utiliza el bioensayo de aplicación tópica para determinar la resistencia con una dosis de diagnóstico [14], será necesario establecer formalmente el número óptimo de mosquitos expuestos, de manera similar a como se realizó para los bioensayos con Drosophila suzukii [8].

Hay una gran variedad de distinciones entre los ensayos que podrían explicar la diferencia en la variación observada. Primero, la dosis de insecticida que toman los mosquitos puede no ser la misma para todos los mosquitos dentro de una réplica y entre réplicas en la prueba de tubo de la OMS y el bioensayo en botella de los CDC. El recubrimiento de insecticidas en botellas puede no ser homogéneo, incluso si se tuvo cuidado al rotar las botellas durante el proceso de secado con un rotador de botellas. Las tapas, el cuello y el fondo de la botella pueden tener concentraciones más altas o más bajas, lo que significa que los mosquitos pueden recoger diferentes dosis dependiendo de dónde se posen. Además, se desconoce la capacidad del insecticida para adherirse al vidrio, lo que podría dar lugar a concentraciones heterogéneas, especialmente cuando se agitan o golpean los frascos, al evaluar la mortalidad al comienzo del experimento. Hasta donde sabemos, no se han realizado investigaciones sobre la homogeneidad del recubrimiento de insecticida de las botellas en el bioensayo de mosquitos o ensayos similares para otros insectos. Se sospecha que la aplicación de insecticida sobre el papel de filtro es más homogénea ya que se realiza sobre una superficie plana, aunque debido al método de distribución manual de las gotas de aceite, aún es sensible a la heterogeneidad en la distribución del insecticida. Sin embargo, durante el ensayo, los mosquitos tienen la capacidad de sentarse en las superficies no tratadas en ambos extremos del tubo y, por lo tanto, el propio tubo tiene un entorno heterogéneo. Un problema con los ensayos de contacto tarsal es la cristalización del insecticida, particularmente en las superficies absorbentes [42]. Estos cristales pueden resultar en un aumento o disminución de la toxicidad, dependiendo de su distribución y forma [43, 44]. Se espera que la cristalización sea baja en las superficies de vidrio, pero se ha informado que el proceso es desordenado y difícil de predecir para las formulaciones de DDT [43, 45]. La cristalización puede promoverse mediante estimulación mecánica, como insectos que caminan, arañazos en la superficie o polvo [42], aunque no está claro si el movimiento por rotación de la botella o golpeteo durante la evaluación de la mortalidad al comienzo del experimento conduciría de manera similar a la cristalización. La cristalización es una preocupación particular cuando los insecticidas se aplican sobre superficies absorbentes, como el papel de filtro, razón por la cual se utilizan aceites portadores para reducir la cristalización. Sin embargo, también se sabe que los propios aceites portadores afectan la disponibilidad y la absorción del insecticida para los mosquitos [42, 46]. Por lo tanto, la dosis de insecticida utilizada en un papel es muchas veces mayor que la utilizada en el bioensayo de la botella de los CDC o el bioensayo tópico para la misma mortalidad. Una segunda posible diferencia entre estos bioensayos que podría explicar la variación observada son los diferentes puntos temporales de mortalidad y el sesgo asociado en el recuento de la mortalidad. El bioensayo de botella de los CDC evalúa la mortalidad a los 30 min, frente a la mortalidad a las 24 h en la prueba de tubo de la OMS y el bioensayo de aplicación tópica. Por un lado, esto lleva a que se evalúen diferentes fenotipos, ya que un fenotipo de caída a los 30 min (que sigue la definición de mortalidad) puede no conducir a una mortalidad real a las 24 h después de la exposición y viceversa. Este fenotipo puede ser inherentemente más variable, dependiendo de la complejidad de la vía genética de resistencia, así como de otros factores genéticos y ambientales. Además, la evaluación de la mortalidad adolece de un alto grado de subjetividad, ya que una gran variedad de fenotipos pueden ajustarse a la definición de mortalidad con una zona gris significativa. En tercer lugar, la variación observada en los bioensayos de botellas de los CDC y las pruebas de tubos de la OMS podría deberse a la falta de control del peso del mosquito. Si bien las diferencias de peso fueron menores en estas cepas de laboratorio endogámicas controladas ambientalmente, se espera que la variación sea mucho más pronunciada en las poblaciones de campo, particularmente cuando se comparan poblaciones de diferentes estaciones o hábitats ecológicos [47,48,49]. Una última diferencia importante entre estos ensayos es el nivel de manipulación de mosquitos. Mientras que los mosquitos en el bioensayo de botella de los CDC y la prueba de tubo de la OMS se someten a una manipulación mínima con aspiradores manuales, los mosquitos en el ensayo de aplicación tópica se anestesiaron en hielo antes de clasificarlos y dosificarlos con pinzas. Se espera que esta práctica de manipulación introduzca alguna variación, especialmente porque es probable que algunos grupos de mosquitos pasen más tiempo en el hielo que otros, aunque la variación observada en el ensayo de aplicación tópica fue la más baja de los tres ensayos que se compararon. Cabe destacar que Ae. aegypti son particularmente adaptables cuando se exponen al frío [50]. No sabemos si tales prácticas de manejo tienen un impacto diferente en los mosquitos Anopheles, pero el CO2 puede usarse para anestesiar artrópodos para bioensayos de aplicación tópica [12, 14].

Más allá de la precisión de cada bioensayo, existen otros parámetros importantes para la elección de la herramienta de vigilancia óptima en cada situación. Primero, está el costo del bioensayo y la practicidad de ejecutar estos ensayos en lugares de campo remotos y la necesidad de capacitar al personal. En general, los tres ensayos son de bajo costo, son portátiles y se pueden realizar en lugares alejados del acceso a las instalaciones de laboratorio, sin una capacitación extensa. Además, la herramienta de vigilancia más adecuada está determinada en gran medida por el objetivo del estudio y el tipo de resistencia presente en el área de estudio. La medición de la caída de 30 minutos en los bioensayos de botellas de los CDC puede sobrestimar la mortalidad cuando la resistencia metabólica es abundante, ya que la desintoxicación del insecticida puede conducir a la recuperación posterior del mosquito [23]. Si el objetivo del estudio es establecer la resistencia técnica, es decir, medir el fenotipo de resistencia de una población en condiciones estandarizadas para comparar cómo cambia con el tiempo o entre diferentes poblaciones [10], entonces los tres ensayos son apropiados, aunque nuestro los datos sugieren que el ensayo de aplicación tópica puede proporcionar la mayor precisión, particularmente cuando el peso del mosquito difiere mucho a lo largo del tiempo y entre diferentes sitios de campo. Si el objetivo del estudio es establecer si una herramienta de control de vectores sigue siendo eficaz frente a la resistencia a los insecticidas, entonces se deben desarrollar ensayos prácticos de resistencia que simulen la exposición natural a los insecticidas de un grupo de mosquitos relevante para el campo bajo condiciones ambientales relevantes para el campo. condiciones. Ninguno de estos bioensayos es muy adecuado para este propósito (ver [5, 10] para una discusión sobre esto).

Existen algunas limitaciones en el presente trabajo. En primer lugar, estos resultados se basan en una sola especie y cepa de mosquito, así como en un solo insecticida. Será necesario realizar más trabajo para evaluar la generalización de estos hallazgos. Específicamente, el trabajo realizado aquí utilizó Ae. aegypti como especie modelo, mientras que el bioensayo en botella de los CDC y las pruebas en tubo de la OMS también se realizan con frecuencia en mosquitos Anopheles. Sin embargo, hay pocas razones para suponer que el nivel de variación presentado aquí sería diferente para los mosquitos Anopheles. Los diferentes insecticidas también pueden tener diferentes estructuras químicas que afecten su unión a diferentes materiales, lo que afectará la disponibilidad del insecticida en los diversos ensayos. Será necesario evaluar si esto afecta la variación aleatoria en los ensayos. A continuación, se encontró un alto nivel de variación en nuestro estudio, particularmente para el bioensayo de la botella de los CDC. Muchos estudios no informan los resultados de las réplicas individuales, por lo que es difícil evaluar si esta variación está fuera de lo normal. Sin embargo, algunos estudios con estos datos incluidos también han observado un alto nivel de variación en los datos de dosis-respuesta del bioensayo en botella [31, 51], aunque no siempre se observa una variación tan alta [52]. Debido a que las réplicas de dosis individuales en el experimento de dosis-respuesta en nuestro estudio se realizaron en días diferentes y se evaluaron a ciegas, se capturó la variación natural en las condiciones diarias de la piscina de mosquitos, el medio ambiente y el revestimiento de la botella. Además, dado que las evaluaciones de la mortalidad pueden ser bastante subjetivas después de 30 min de exposición, la evaluación ciega de diferentes dosis conduce a la inclusión de esta subjetividad en la evaluación de la mortalidad. Por el contrario, la evaluación de dosis única en un solo día no se puede realizar a ciegas y tiene una mayor probabilidad de sesgo hacia una menor variabilidad. De hecho, en nuestro segundo experimento con una sola dosis, se observó una menor variabilidad, lo que podría deberse a la falta de variación día a día, a una reducción del sesgo inconsciente en la evaluación de la mortalidad, o a ambos. Esperamos que la variación que medimos en estos experimentos sea una subestimación de lo que ocurriría en el campo donde habría una variación adicional de laboratorio a laboratorio, variación del investigador, variación del trasfondo genético del mosquito y variación ambiental, todo lo cual probablemente afectar la respuesta fenotípica a los insecticidas [10]. De hecho, al compilar datos de dosis-respuesta en diferentes sitios de estudio, la variación ha sido extensa [29, 53]. Finalmente, es importante señalar que [54] los mosquitos fueron expuestos a condiciones de temperatura ambiente controlada durante el manejo y la exposición (21 ± 2 °C, 23 ± 3% HR), que son tanto en términos de temperatura como de humedad inferiores a condiciones óptimas para estos mosquitos (cría y mantenimiento posterior a la exposición a 27 °C, 80% HR). Si bien es probable que estas condiciones afecten a los mosquitos y su susceptibilidad a los insecticidas [10], es poco probable que expliquen las diferencias en la varianza observada entre los diferentes ensayos.

Nuestros datos muestran que el bioensayo tópico genera la menor cantidad de variación y, por lo tanto, podría decirse que es el más preciso para establecer la resistencia técnica. Por el contrario, el bioensayo de la botella de los CDC condujo a altos niveles de variación aleatoria y, por lo tanto, a un bajo nivel de sensibilidad al comparar poblaciones en el tiempo o el espacio, como se vio anteriormente [18]. Estos hallazgos son cruciales, especialmente porque el bioensayo de la botella de los CDC se usa con frecuencia en el campo, y su uso puede aumentar con los insecticidas más nuevos y para determinar la intensidad de la resistencia. Nuestros resultados implican que se debe tener cuidado al interpretar los datos provenientes de dichos ensayos, particularmente cuando se han utilizado muestras pequeñas [8]. Si bien tanto los bioensayos de botella de los CDC como las pruebas de tubo de la OMS pueden ser efectivos como un método simple y crudo para diagnosticar poblaciones altamente resistentes, los bioensayos de aplicación tópica quizás serían más adecuados que las pruebas de intensidad actuales para evaluar y comparar los niveles de resistencia, particularmente para los de bajo nivel. y poblaciones de resistencia moderada.

El conjunto de datos que respalda las conclusiones de este artículo se incluye como archivo adicional: 1, 2 y 3.

Intervalo de confianza del 95%

Centros de Control y Prevención de Enfermedades

Deltametrina

Concentración letal que mata al 50% de los mosquitos expuestos

Dosis letal que mata al 50% de los mosquitos expuestos

Cepa de Aedes aegypti aislada del condado de Maricopa

Humedad relativa

Organización Mundial de la Salud

Moyes CL, Vontas J, Martins AJ, Ng LC, Koou SY, Dusfour I, et al. Estado contemporáneo de la resistencia a los insecticidas en los principales vectores Aedes de arbovirus que infectan a los humanos. PLoS Negl Trop Dis. 2017;11:1–20.

Artículo Google Académico

Organización Mundial de la Salud. Informe mundial sobre el paludismo 2021. Ginebra, Suiza; 2021. https://www.who.int/teams/global-malaria-programme/reports/world-malaria-report-2021.

Dusfour I, Vontas J, David JP, Weetman D, Fonseca DM, Corbel V, et al. Manejo de la resistencia a insecticidas en los principales vectores Aedes de arbovirus: avances y desafíos. PLoS Negl Trop Dis. 2019;13:e0007615.

Artículo Google Académico

Hancock PA, Hendriks CJM, Tangena JA, Gibson H, Hemingway J, Coleman M, et al. Mapeo de tendencias en fenotipos de resistencia a insecticidas en vectores africanos de malaria. PLoS Biol. 2020;18:e3000633.

Artículo CAS Google Académico

Organización Mundial de la Salud. Manual para monitorear la resistencia a insecticidas en mosquitos vectores y seleccionar las intervenciones apropiadas. Ginebra, Suiza; 2022. https://apps.who.int/iris/handle/10665/356964

Organización Mundial de la Salud. Marco para un plan nacional de monitoreo y manejo de resistencia a insecticidas en vectores de malaria. Ginebra, Suiza; 2017. http://www.who.int/malaria/publications/atoz/9789241512138/en/.

Brogdon W, Chan A. Pauta para evaluar la resistencia a los insecticidas en vectores usando el bioensayo de botella de los CDC (con insertos 1 (2012) y 2 (2014). CDC Atlanta: Informe técnico de los CDC. 2010. http://www.cdc.gov/ malaria/características/bioensayo.html.

Blouquy L, Mottet C, Olivares J, Plantamp C, Siegwart M, Barrès B. Cómo los parámetros variables afectan el bioensayo de resistencia a los insecticidas: un ejemplo de la plaga invasora mundial Drosophila suzukii. Más uno. 2021;16:e0247756.

Artículo CAS Google Académico

Grossman MK, Oliver SV, Brooke BD, Thomas MB. Uso de bioensayos alternativos para explorar el impacto de la resistencia a los piretroides en la eficacia de la MTILD. Vectores de parásitos. 2020;13:179.

Artículo CAS Google Académico

Namias A, Jobe NB, Paaijmans KP, Huijben S. La necesidad de pautas prácticas de resistencia a los insecticidas para informar de manera efectiva los programas de control de enfermedades transmitidas por mosquitos. Elife. 2021;10:e65655.

Artículo CAS Google Académico

Organización Mundial de la Salud. Determinación de concentraciones discriminatorias de insecticidas para monitorear la resistencia en mosquitos: informe de un estudio de laboratorio multicéntrico y consultas con expertos de la OMS. Ginebra, Suiza; 2022. https://www.who.int/publications/i/item/9789240045200. Consultado el 7 de diciembre de 2022.

Jensen BM, Althoff RA, Rydberg SE, Royster EN, Estep A, Huijben S. Bioensayo de aplicación tópica para cuantificar la toxicidad de insecticidas para mosquitos y moscas de la fruta. J Vis Exp. 2022;2022:e63391.

Google Académico

Chang F, Dutta S, Becnel JJ, Estep AS, Mascal M. Síntesis del insecticida protrina y sus análogos a partir de 5-(clorometil)furfural derivado de biomasa. J Química alimentaria agrícola. 2014;62:476–80.

Artículo CAS Google Académico

Parsons GJI, Lees RS, Balaska S, Vontas J. Un bioensayo práctico de monitoreo de resistencia a insecticidas para dinotefurano ingerido por vía oral en vectores de malaria Anopheles. insectos 2022;13:311.

Artículo Google Académico

Organización Mundial de la Salud. Directrices para probar adulticidas de mosquitos para la fumigación de interiores con efecto residual y el tratamiento de mosquiteros. Ginebra, Suiza; 2006. https://www.who.int/publications/i/item/WHO-CDS-NTD-WHOPES-GCDPP-2006.3. Consultado el 7 de diciembre de 2022.

Uragayala S, Verma V, Natarajan E, Velamuri PS, Kamaraju R. Eficacia adulticida y larvicida de tres neonicotinoides contra cepas de mosquitos susceptibles y resistentes a insecticidas. Indio J Med Res. 2015;142:64–70.

Artículo CAS Google Académico

Chan HH, Mustafa FFW, Zairi J. Evaluación del estado de susceptibilidad de Aedes albopictus en la isla de Penang mediante dos ensayos diferentes. Trop Biomédica Trop Biomédica. 2011;28:464–70.

CAS Google Académico

Waits CM, Fulcher A, Louton JE, Richardson AG, Becnel JJ, Xue R, et al. Un análisis comparativo de los métodos de prueba de resistencia en Aedes albopictus (Diptera: Culicidae) del condado de St. Johns. Florida Florida Entomol. 2017;100:571–7.

Artículo CAS Google Académico

Estep AS, Sanscrainte ND, Waits CM, Bernard SJ, Lloyd AM, Lucas KJ, et al. Cuantificación de la resistencia a la permetrina y alelos kdr en cepas de Florida de Aedes aegypti (L.) y Aedes albopictus (Skuse). PLoS Negl Trop Dis. 2018;12:e0006544.

Artículo Google Académico

CENTROS PARA EL CONTROL Y LA PREVENCIÓN DE ENFERMEDADES. Bioensayo en botella de los CDC [Internet]. Disponible en: https://www.cdc.gov/parasites/education_training/lab/bottlebioassay.html. Consultado el 15 de agosto de 2022.

Messenger LA, Shililu J, Irish SR, Anshebo GY, Tesfaye AG, Ye-Ebiyo Y, et al. Resistencia a insecticidas en Anopheles arabiensis de Etiopía (2012–2016): un estudio nacional para el monitoreo de la resistencia a insecticidas. Malar J. 2017;16:469.

Artículo Google Académico

Pwalia R, Joannides J, Iddrisu A, Addae C, Acquah-Baidoo D, Obuobi D, et al. Alta intensidad de resistencia a insecticidas de Anopheles gambiae (sl) y baja eficacia de LLIN piretroides en Accra Ghana. Vectores de parásitos. 2019;12:299.

Artículo Google Académico

Owusu HF, Jančáryová D, Malone D, Müller P. Comparabilidad entre bioensayos de resistencia a insecticidas para mosquitos vectores: ¿es hora de revisar la metodología actual? Vectores de parásitos. 2015;8:357.

Artículo Google Académico

Owuor KO, Machani MG, Mukabana WR, Munga SO, Yan G, Ochomo E, et al. Estado de resistencia a insecticidas de vectores de malaria en reposo en interiores y exteriores en un sitio de tierras altas y tierras bajas en el oeste de Kenia. Más uno. 2021;16:e0240771.

Artículo CAS Google Académico

Vatandoost H, Abai MR, Akbari M, Raeisi A, Yousefi H, Sheikhi S, et al. Comparación del bioensayo en botella de los CDC con el método estándar de la OMS para evaluar el nivel de susceptibilidad del vector de la malaria, Anopheles stephensi, a tres imagicidas. J Enfermedad transmitida por artrópodos. 2019;13:17–26.

Google Académico

Rakotoson JD, Fornadel CM, Belemvire A, Norris LC, George K, Caranci A, et al. Estado de resistencia a insecticidas de tres vectores de malaria, Anopheles gambiae (sl), An. funestus y An mascarensis, de las costas sur, central y este de Madagascar. Vectores de parásitos. 2017;10:396.

Artículo Google Académico

Kpanou CD, Sagbohan HW, Sovi A, Osse R, Padonou GG, Salako A, et al. Evaluación de la susceptibilidad a los insecticidas y la intensidad de la resistencia de las poblaciones de Anopheles gambiae sl de algunos distritos de la República de Benin en África occidental. J Med Entomol. 2022;59:949–56.

Artículo CAS Google Académico

Sovi A, Keita C, Sinaba Y, Dicko A, Traore I, Cisse MBM, et al. Anopheles gambiae (sl) exhibe una resistencia a los piretroides de alta intensidad en todo el sur y el centro de Malí (2016-2018): los PBO o los LLIN de próxima generación pueden proporcionar un mayor control. Vectores de parásitos. 2020;13:239.

Artículo CAS Google Académico

Lissenden N, Kont M, Essandoh J, Ismail H, Churcher T, Lambert B, et al. Revisión y metanálisis de la evidencia para elegir entre piretroides específicos con fines programáticos. insectos 2021;12:826.

Artículo Google Académico

Boubidi SC, Roiz D, Rossignol M, Chandre F, Benoit R, Raselli M, et al. Eficacia de ULV y aerosoles térmicos de deltametrina para el control de Aedes albopictus en Niza, Francia. Vectores de parásitos. 2016;9:597.

Artículo Google Académico

Bagi J, Grisales N, Corkill R, Morgan JC, N'Falé S, Brogdon WG, et al. Cuando un ensayo de dosis discriminante no es suficiente: medir la intensidad de la resistencia a los insecticidas en los vectores de la malaria. Malar J. 2015;14:210.

Artículo Google Académico

McAllister JC, Scott M. CONUS manual para evaluar la resistencia a insecticidas en mosquitos utilizando el kit de bioensayo de botella de los CDC. 2020. https://www.cdc.gov/zika/pdfs/CONUS-508.pdf. Consultado el 31 de enero de 2022.

Robertson JL, Jones MM, Olguin E, Alberts B. Bioensayos con artrópodos. 3ra ed. Boca Ratón: CRC Press, Taylor & Francis Group; 2017.

Libro Google Académico

Vera-Maloof FZ, Saavedra-Rodriguez K, Penilla-Navarro RP, Rodriguez-Ramirez AD, Dzul F, Manrique-Saide P, et al. Pérdida de resistencia a los piretroides en colonias de laboratorio recién establecidas de Aedes aegypti. PLoS Negligencia Tropa Dis. 2020;14:e0007753.

Artículo Google Académico

Stenhouse SA, Plernsub S, Yanola J, Lumjuan N, Dantrakool A, Choochote W, et al. Detección de la mutación V1016G en el gen del canal de sodio dependiente de voltaje de Aedes aegypti (Diptera: Culicidae) mediante ensayo de PCR específico de alelo, y su distribución y efecto sobre la resistencia a la deltametrina en Tailandia. Vectores de parásitos. 2013;6:253.

Artículo Google Académico

Du Y, Nomura Y, Zhorov BS, Dong K. Mutaciones del canal de sodio y resistencia a los piretroides en Aedes aegypti. insectos 2016;7:60.

Artículo Google Académico

Centros de Control y Prevención de Enfermedades. Directrices para evaluar la resistencia a insecticidas en vectores utilizando el bioensayo de botella de los CDC. https://www.cdc.gov/malaria/resources/pdf/fsp/ir_manual/ir_cdc_bioassay_en.pdf. Consultado el 5 de mayo de 2017.

Abbott WS. Un método para calcular la eficacia de un insecticida. J Am Mosq Control Assoc. 1987;3:302–3.

CAS Google Académico

Equipo central R. R: un lenguaje y entorno para la computación estadística [Internet]. R Fundación para la Computación Estadística. Viena, Austria: Fundación R para la Computación Estadística; 2022. https://www.r-project.org/. Consultado el 7 de diciembre de 2022.

Karunarathne P, Pocquet N, Labbé P, Milesi P. BioRssay: un paquete R para análisis de bioensayos y gráficos probit. Vectores de parásitos. 2022;15:35.

Artículo Google Académico

Commo F, Bot BM. nplr: regresión logística de N-parámetros. Paquete R versión 0.1–7. https://CRAN.R-project.org/package=nplr. Consultado el 19 de julio de 2022.

Lyon RL. Estructura y toxicidad de depósitos de insecticidas para el control de escarabajos descortezadores. Toro tecnológico. 1965; 1343: 1–54.

Google Académico

Barlow F, Hadaway AB. Algunos factores que afectan la disponibilidad de insecticidas de contacto. Toro Entomol Res. 1952; 43:91–100.

Artículo CAS Google Académico

Bruce WN. Características de los insecticidas residuales tóxicos para la mosca doméstica. Bull III Nat Hist Encuesta. 1949; 25:1.

Artículo Google Académico

Vickers LG. Comparación de algunas formulaciones de DDT. Rep Ent Soc Ont. 1946; 77: 19–20.

Google Académico

Hadaway AB, Barlow F. Algunos aspectos del efecto del solvente sobre la toxicidad de la solución de insecticida. Ann Appl Biol. 1952; 46:133–48.

Artículo Google Académico

Mensch J, di Battista C, de Majo MS, Campos RE, Fischer S. Aumento del tamaño y reservas de energía en huevos en diapausa de poblaciones de Aedes aegypti de zonas templadas. Fisiol de insectos J. 2021;131:104232.

Artículo CAS Google Académico

Foley DH, Wilkerson RC, Kim HC, Klein TA, Kim MS, Li C, et al. El tamaño del ala y la paridad como marcadores de la demografía de la cohorte de posibles vectores de la malaria Anopheles (Culicidae: Diptera) en la República de Corea. J Vector Ecol J Vector Ecol. 2020;45:366–79.

Artículo Google Académico

Agyekum TP, Botwe PK, Arko-Mensah J, Issah I, Acquah AA, Hogarh JN, et al. Una revisión sistemática de los efectos de la temperatura en el desarrollo y la supervivencia del mosquito Anopheles: implicaciones para el control de la malaria en un futuro clima más cálido. Int J Environ Res Salud Pública. 2021;18:7255.

Artículo CAS Google Académico

Jass A, Yerushalmi GY, Davis HE, Donini A, MacMillan HA. Una impresionante capacidad de plasticidad de tolerancia al frío protege contra el colapso ionorregulatorio en el vector de enfermedades Aedes aegypti. J Exp Biol. 2019;222:jeb214056.

Artículo Google Académico

Ngufor C, Govoetchan R, Fongnikin A, Vigninou E, Syme T, Akogbeto M, et al. Eficacia de la broflanilida (VECTRON T500), un nuevo insecticida de metadiamida, para la fumigación residual en interiores contra los vectores de la malaria resistentes a los piretroides. Sci Rep. 2021;11:7976.

Artículo CAS Google Académico

Lees RS, Ambrose P, Williams J, Morgan J, Praulins G, Ingham VA, et al. Tenebenal: una meta-diamida con potencial para su uso como un nuevo modo de acción insecticida para la salud pública. Malar J. 2020;19:398.

Artículo CAS Google Académico

Oxborough RM, Seyoum A, Yihdego Y, Chabi J, Wat'senga F, Agossa FR, et al. Determinación de la concentración discriminante de clorfenapir (pirrol) y prueba de sensibilidad de Anopheles gambiae sensu lato en preparación para la distribución de mosquiteros tratados con insecticida Interceptor® G2. Malar J. 2021;20:316.

Artículo CAS Google Académico

Balmert NJ, Rund SSC, Ghazi JP, Zhou P, Duffield GE. Cambios específicos de la hora del día en la desintoxicación metabólica y la resistencia a los insecticidas en el mosquito de la malaria Anopheles gambiae. Fisiol de insectos J. 2014;64:30–9.

Artículo CAS Google Académico

Descargar referencias

El Ae. aegypti MC1 nos fue proporcionada amablemente por el Dr. Michael Riehle de la Universidad de Arizona. Agradecemos al Dr. Robin Harris, al Dr. James Collins y al Dr. Krijn Paaijmans (Universidad Estatal de Arizona) por sus útiles debates. También agradecemos a Sarah Rydberg por su ayuda en la crianza de las colonias de mosquitos MC1. Se reconoce a ASU Vislab por el diseño de la Fig. 1.

Esta investigación fue apoyada por la Fundación Nacional de Ciencias (números de premio 2047572 y 2052363).

El Centro de Evolución y Medicina, Facultad de Ciencias de la Vida, Universidad Estatal de Arizona, Tempe, AZ, EE. UU.

Rachel A. Althoff y Silvie Huijben

Centro de Ciencias Computacionales y de Modelado, Simon A. Levin Mathematical, Universidad Estatal de Arizona, Tempe, AZ, EE. UU.

Silvia Huijben

También puede buscar este autor en PubMed Google Scholar

También puede buscar este autor en PubMed Google Scholar

RAA diseñó y realizó los experimentos. SH concibió la idea original y proporcionó supervisión general. Tanto RAA como SH llevaron a cabo el análisis de datos y coescribieron el manuscrito. Ambos autores leyeron y aprobaron el manuscrito final.

Correspondencia a Silvie Huijben.

No aplica.

No aplica.

Los autores declaran que no tienen intereses contrapuestos.

Springer Nature se mantiene neutral con respecto a los reclamos jurisdiccionales en mapas publicados y afiliaciones institucionales.

Datos de bioensayos de botellas de los CDC.

Datos de prueba de tubo de la OMS.

Datos de bioensayo de aplicación tópica.

Acceso abierto Este artículo tiene una licencia internacional Creative Commons Attribution 4.0, que permite el uso, el intercambio, la adaptación, la distribución y la reproducción en cualquier medio o formato, siempre que se otorgue el crédito correspondiente al autor o autores originales y a la fuente. proporcionar un enlace a la licencia Creative Commons e indicar si se realizaron cambios. Las imágenes u otro material de terceros en este artículo están incluidos en la licencia Creative Commons del artículo, a menos que se indique lo contrario en una línea de crédito al material. Si el material no está incluido en la licencia Creative Commons del artículo y su uso previsto no está permitido por la regulación legal o excede el uso permitido, deberá obtener el permiso directamente del titular de los derechos de autor. Para ver una copia de esta licencia, visite http://creativecommons.org/licenses/by/4.0/. La renuncia de Creative Commons Public Domain Dedication (http://creativecommons.org/publicdomain/zero/1.0/) se aplica a los datos disponibles en este artículo, a menos que se indique lo contrario en una línea de crédito a los datos.

Reimpresiones y permisos

Althoff, RA, Huijben, S. Comparación de la variabilidad en los datos de mortalidad generados por el bioensayo en botella de los CDC, la prueba en tubo de la OMS y el bioensayo de aplicación tópica con mosquitos Aedes aegypti. Vectores de parásitos 15, 476 (2022). https://doi.org/10.1186/s13071-022-05583-2

Descargar cita

Recibido: 09 Septiembre 2022

Aceptado: 08 noviembre 2022

Publicado: 20 diciembre 2022

DOI: https://doi.org/10.1186/s13071-022-05583-2

Cualquier persona con la que compartas el siguiente enlace podrá leer este contenido:

Lo sentimos, un enlace para compartir no está disponible actualmente para este artículo.

Proporcionado por la iniciativa de intercambio de contenido Springer Nature SharedIt