Guía práctica para el diagnóstico de la infección por nematodos gastrointestinales, trematodos hepáticos y gusanos pulmonares de rumiantes: interpretación y utilidad de los resultados

Parásitos y vectores volumen 16, Número de artículo: 58 (2023) Citar este artículo

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El diagnóstico de parásitos de rumiantes sigue siendo uno de los pilares de las mejores prácticas de control de parásitos. Los veterinarios de campo disponen de varias técnicas (recuento de huevos fecales, coprocultivo, FAMACHA®, pepsinógeno plasmático, ELISA-Ostertagia, ELISA-Fasciola, Baermann y ELISA-Lungworm) para la identificación y/o cuantificación de nematodos gastrointestinales, pulmonar y duela hepática infectando a los pequeños rumiantes y al ganado. Cada una de estas herramientas de diagnóstico tiene sus propias fortalezas y debilidades y es más apropiada para una operación de producción específica y/o edad del animal (jóvenes y adultos). Esta revisión se centra en la usabilidad y la interpretación de los resultados de estas herramientas de diagnóstico. Se proporciona la información técnica más avanzada sobre muestreo, almacenamiento, ventajas y limitaciones de cada herramienta para diferentes tipos de operaciones de producción y categorías de animales.

Históricamente, muchos programas de desparasitación se caracterizaron por sus tratamientos generales de rebaño/rebaño completo basados ​​en el calendario. Además, en el pasado, particularmente en algunas áreas donde las condiciones climáticas favorecen el desarrollo de etapas preparasitarias en el medio ambiente, a los animales se les administraban antihelmínticos cada 2 semanas o mensualmente [1]. Este enfoque ha llevado al desarrollo de resistencia a la mayoría de los antihelmínticos actualmente disponibles en el mercado. Los problemas de resistencia se resolvieron hasta hace poco tratando a los animales con nuevos productos basados ​​en nuevos ingredientes farmacéuticos activos que tenían modos de acción innovadores [2]. Sin embargo, aunque en la última década se desarrollaron nuevas moléculas antihelmínticas, como monepantel y derquantel, no se ha desarrollado ningún nuevo antihelmíntico de clase endectocida desde principios de la década de 1980, cuando se lanzó Ivomec® (ivermectina, la primera lactona macrocíclica). Debido a las normas más estrictas sobre seguridad alimentaria y ecotoxicidad, el desarrollo de nuevos productos se ha vuelto aún más complejo, lo que genera costos mucho más altos y tiempos más prolongados antes de que el producto esté disponible comercialmente. Por lo tanto, es poco probable que nuevos productos innovadores lleguen al mercado lo suficientemente rápido como para superar el desarrollo de resistencia. En consecuencia, los tratamientos químicos deben basarse cada vez más en la necesidad, precedidos por resultados de diagnóstico y adaptados a las condiciones locales de la granja [3].

Esta situación crítica requiere esfuerzos coordinados de la industria de la salud animal, la comunidad científica, los veterinarios, los encargados de formular políticas, los productores y otras partes interesadas y exige un cambio de paradigma completo en el enfoque del control de parásitos. Es imperativo alejarse del enfoque exclusivamente químico y, en cambio, avanzar hacia la implementación de las mejores prácticas para el control de parásitos. Ya no existe una solución de "talla única"; la resistencia a múltiples fármacos ha obligado a volver a los fundamentos de la parasitología para determinar los programas de control de parásitos más eficaces y sostenibles [2].

Los diagnósticos juegan un papel importante para alcanzar este objetivo; sin embargo, el éxito de un programa de control de parásitos también está relacionado con factores adicionales, como el historial parasitológico y las prácticas de manejo de la granja. También es importante monitorear la epidemiología y las condiciones climáticas, y cuando dichos datos no están disponibles a nivel de granja, los datos regionales podrían ser una opción.

El propósito de esta guía es proporcionar consejos prácticos a nivel de granja sobre la utilidad e interpretación de los resultados de las herramientas de diagnóstico de parásitos internos en rumiantes. Este documento se centra en las técnicas actualmente disponibles para productores/veterinarios y contiene un resumen de la información científica más avanzada sobre este tema. El resultado es una recopilación de instrucciones prácticas sobre "por qué" y "cuándo" utilizar cada una de las herramientas disponibles y, en definitiva, sobre cómo interpretar los resultados. Varias técnicas actualmente disponibles solo en el ámbito científico, por ejemplo, PCR cuantitativa, amplificación isotérmica mediada por bucle (LAMP), PCR digital de gotas (ddPCR) y código de barras de secuenciación de nemabioma de próxima generación, no se encuentran dentro del alcance de este documento.

Hay varias técnicas disponibles para realizar conteos de huevos fecales (FEC) en bovinos y pequeños rumiantes. En general, una FEC consiste en pesar una muestra de heces recién recolectadas, homogeneizar la muestra con una solución de flotación y luego filtrar o centrifugar la suspensión fecal para eliminar las partículas de desechos grandes; el principio de flotación separa los huevos para su identificación y cuantificación utilizando un microscopio. FEC se puede utilizar para el diagnóstico de individuos o grupos (muestreo combinado o compuesto).

La técnica de McMaster [4] es el método más utilizado para diagnosticar la infección por nematodos gastrointestinales (GIN) porque es fácil y económico de ejecutar y no requiere equipo de laboratorio sofisticado [5]. Otra técnica bien conocida es el protocolo de Wisconsin modificado [6]. Además, en los últimos años se han desarrollado varios refinamientos de los métodos FEC, como Mini-FLOTAC [7] y FECPAK [8]. Más recientemente, se han desarrollado técnicas de FEC automatizadas que utilizan inteligencia artificial y aprendizaje automático para el reconocimiento y conteo automatizados de huevos de helmintos; algunos de estos pueden estar disponibles comercialmente en un futuro próximo.

El momento del muestreo es importante. La FEC generalmente disminuye con el aumento de la edad del huésped debido a la inmunidad; sin embargo, también puede aumentar en adultos según el estado reproductivo y/o la temporada [9].

El número de animales muestreados debe ser adecuado. Los animales muestreados deben estar en la misma categoría (jóvenes, adultos, novillas, etc.) y mantenidos en el mismo pasto bajo las mismas actividades de manejo. Cuanto mayor sea el número de animales muestreados, mejor.

Operaciones de ovejas. Una muestra agrupada de 10 ovejas permite una estimación fiable de la FEC media en la mayoría de los rebaños, siempre que se recolecte la misma cantidad de heces de cada animal y las muestras fecales se mezclen completamente en el fluido de flotación [10].

Explotaciones bovinas: Se deben muestrear al menos 10 animales (o el 10% del grupo) por categoría (jóvenes, adultos, etc.) [11].

Correcto almacenamiento y envío de muestras fecales. Por razones prácticas, la materia fecal requiere un almacenamiento adecuado antes del examen coprológico. Las condiciones de almacenamiento inadecuadas pueden causar una reducción en el número de huevos. Una reducción artificial de FEC se produce principalmente debido a la eclosión de los huevos oa la degradación biológica. Si usa bolsas para la recolección, se debe exprimir el aire antes de sellarlas; si usa macetas, las macetas deben llenarse hasta el borde para excluir el aire. Las muestras deben mantenerse en un lugar fresco (aprox. 4 °C) y analizarse unos días después de su recolección. La recomendación es colocar bolsas o recipientes con heces dentro de una hielera que contenga paquetes congelados y evitar el contacto directo de las bolsas o recipientes con los paquetes congelados (p. ej., usando una capa gruesa de periódico). Si se va a realizar un coprocultivo, evite almacenar las muestras en el refrigerador más de una noche.

La variación en las metodologías impacta en los resultados. Hay muchas fuentes técnicas de variabilidad en los resultados de FEC, incluidos los factores preanalíticos (como la recolección, el etiquetado y el almacenamiento de muestras fecales) y los factores analíticos (como el volumen/peso de las muestras fecales, la filtración, la homogeneización y las soluciones de flotación). El factor más importante es la coherencia del protocolo FEC utilizado a lo largo del tiempo. El uso del mismo laboratorio para el examen de diferentes muestras (y obviamente la misma metodología FEC) permite comparar los resultados a lo largo del tiempo, lo que permite registrar el estado parasitológico de cada una de las manadas bajo el cuidado del veterinario. Más información sobre el impacto de los problemas/resultados relacionados con diferentes métodos FEC está disponible en Nielsen [12].

Los huevos de diferentes especies no siempre se pueden diferenciar. Los GIN más importantes del ganado se incluyen taxonómicamente en las superfamilias Trichostrongyloidea y Strongyloidea; por lo tanto, los resultados de las técnicas de FEC se expresan en número de huevos de trichostrongyle o strongyle por gramo (EPG) de heces. La morfometría de los huevos de diferentes GIN se superpone considerablemente entre géneros y especies, lo que impide la identificación a nivel de género o especie. Las excepciones se ilustran en la Fig. 1: los géneros Nematodirus, Trichuris, Capillaria y Strongyloides que se encuentran tanto en el ganado vacuno como en los pequeños rumiantes; Skrjabinema en pequeños rumiantes y Toxocara en bovinos.

Diferentes helmintos producen diferentes cantidades de huevos por día. Con respecto a la producción diaria de huevos, algunos parásitos son más prolíficos que otros. Si el género principal que infecta al ganado es Ostertagia (un helminto no muy prolífico), un impacto significativo en la productividad puede explicarse por un conteo de huevos de bajo a moderado. La producción diaria de huevos por diferentes especies de GIN se muestra en la Tabla 1.

La consistencia de las heces también influye en los resultados: cualquiera que haya estado tanto en granjas lecheras como en operaciones de carne ha notado la diferencia en la consistencia de las heces. Las vacas lecheras normalmente tienen heces más líquidas que los animales de carne. Los animales que padecen enfermedades específicas pueden tener diarrea. Se debe considerar la cantidad de agua en la muestra al sacar conclusiones porque los huevos pueden diluirse en una muestra acuosa y se han propuesto varios factores de ajuste para las ovejas [13].

La interpretación de los resultados no es sencilla. Los resultados de FEC deben interpretarse con precaución porque varios factores pueden influir en los resultados. Uno de esos factores es la patogenicidad del parásito: los resultados bajos de FEC que se originan en especies más dañinas (como Ostertagia en el ganado) podrían explicar pérdidas significativas de productividad.

Huevos de nematodos gastrointestinales del ganado que se ven comúnmente en muestras fecales. a Huevo tipo Strongyle, b Nematodirus spp. huevo, c Strongyloides spp. huevo, d Skrjabinema spp. huevo, e Trichuris spp huevo, f Toxocara spp. huevo, g Capillaria spp. huevo

Las respuestas a las siguientes preguntas proporcionarán información valiosa para la interpretación de los resultados:

Fecha de muestreo

La carga de parásitos de los animales (y la composición de especies de parásitos) varía a lo largo del año. Por lo tanto, es importante conocer la epidemiología de los parásitos más importantes de su región.

¿Qué categoría de animales (terneros, vacas, toros, corderos, ovejas, etc.)/genotipo de ganado (Bos indicus vs. Bos taurus) se muestreó?

Como se mencionó anteriormente, cuando los animales (ya sea ganado vacuno u ovino) envejecen, desarrollan una inmunidad que reduce la fecundidad de las lombrices. En consecuencia, el conteo de huevos se convierte en un indicador menos confiable del tamaño de la carga de gusanos. Las hembras adultas de pequeños rumiantes se vuelven menos resistentes a los parásitos cerca del parto.

¿Cuándo se realizó el último tratamiento antiparasitario y qué producto se utilizó?

Los principios activos farmacéuticos presentan diferentes perfiles de eficacia, y algunos son más eficaces contra parásitos específicos que otros. Por ejemplo, Cooperia es el parásito que limita la dosis de las lactonas macrocíclicas y los benzimidazoles presentan una eficacia variable contra las larvas inhibidas por Ostertagia.

Dependiendo de la formulación, un parasiticida brindará una actividad persistente más corta o más prolongada, y algunos ni siquiera brindan actividad persistente.

Siempre revisa la etiqueta del producto para entender sus indicaciones y duración de la actividad antiparasitaria.

Tipo de operación de producción

Las heces de los animales lecheros suelen ser más líquidas que las heces del ganado vacuno.

Grado de concentración

Cuanto mayor sea la tasa de población, mayor será la presión parasitológica potencial [14]. Más animales por hectárea significa que los animales se alimentarán cerca de las boñigas, lo que aumenta la posibilidad de ingestión de larvas de parásitos infecciosos.

Estado nutricional y disponibilidad de alimentos.

Los animales en buenas condiciones nutricionales con una dieta adecuada son más resistentes/resilientes a la infección parasitaria [15].

Otra información que puede ser importante para la interpretación de los resultados se refiere al nivel de infectividad del pasto y el clima en las últimas semanas de muestreo.

La interpretación de FEC del ganado no es sencilla [19]. Un bovino produce aproximadamente el 10% de su peso en heces al día; por lo tanto, una vaca de 500 kg excretará aproximadamente 50 kg de heces por día. Habitualmente, se recoge una muestra de aproximadamente 20-40 g de heces para realizar una FEC de la que se analiza una proporción menor (normalmente 4 g). Esto significa que el resultado de la FEC se basará en una muestra de solo el 0,008 % de la cantidad total de heces producidas por ese animal ese día.

El inconveniente más importante de la FEC es que, dependiendo del género/especie de GIN, puede no haber una relación consistente entre esta y la carga de gusanos (con la excepción de los animales jóvenes al comienzo de la temporada de pastoreo). Sin embargo, FEC sigue siendo una herramienta de pronóstico para medir/estimar cuán contaminado se vuelve el pasto con huevos de parásitos.

Una FEC alta (> 200 huevos por gramo [EPG] en Europa y > 500 EPG en América del Sur) significa una alta probabilidad de una carga parasitaria importante. Sin embargo, una FEC baja (< 50–100 EPG) no significa necesariamente que el animal no se beneficiará del tratamiento antihelmíntico. Por ejemplo, un FEC bajo podría ser el resultado de un muestreo deficiente o inoportuno, o podría reflejar una reacción del huésped que está cambiando la energía que debería usarse para aumentar de peso o producir leche a un sistema inmunitario muy exigente para mantener el parasitismo en un nivel bajo. .

Como se mencionó, la edad de los animales, el tipo de operación de producción, el estado nutricional y la raza (especie) también deben tenerse en cuenta, ya que las razas europeas e indias difieren en susceptibilidad a los parásitos [20, 21]. Otro aspecto de los resultados de la FEC que podría influir en su interpretación es la patogenicidad de los helmintos. Como ejemplo, Ostertagia es más patógena pero menos fecunda que Cooperia, y Haemonchus es a la vez patógena y fecunda. Un último hecho interesante sobre la FEC del ganado es que la producción de huevos de Ostertagia por helminto disminuye cuando la población de gusanos aumenta en el abomaso del huésped.

Confirmación del parasitismo GIN y diagnóstico diferencial de otras causas de diarrea y enfermedad [22].

Detección del antihelmíntico más eficaz (o verificación de la eficacia del tratamiento). En este contexto, se recomienda una prueba de reducción de FEC (FECRT) para determinar el estado de susceptibilidad/resistencia de la población GIN de una granja específica a diferentes antihelmínticos [11]. En esta prueba, se recolectan heces de un grupo de animales antes y después del tratamiento para la determinación de FEC. Los FEC previos y posteriores al tratamiento se utilizan para calcular la eficacia del producto. Para obtener más detalles sobre cómo proceder con una FECRT, se remite al lector a la guía COMBAR [23]. Debido a los diferentes perfiles de eficacia persistente, el tiempo para la recolección de heces después del tratamiento varía según la clase de fármaco utilizada (consulte la Tabla 2). En una modificación de la FECRT, no se realizan FEC previas a la dosis y los resultados se basan en la reducción porcentual de la FEC media en los grupos de tratamiento en comparación con los controles no tratados.

Control post-empapado. Este es un enfoque menos estructurado para verificar la eficacia del producto. En lugar de recolectar muestras antes y después del tratamiento, las heces se recolectan solo después del tratamiento (Tabla 2) y se agrupan para el FEC. Esta alternativa no es tan confiable como la FECRT formal; por otro lado, es menos costoso y consume menos tiempo.

Para verificar la secreción de huevos de los animales recién comprados antes de que sean liberados a pastar con la manada estacionaria.

Medición de la contaminación de pastos (específicamente en Europa occidental). Los FEC pueden ser útiles durante la primera parte de la temporada de pastoreo, ya que la cantidad de huevos de gusanos arrojados durante este período determina (parcialmente) la cantidad de larvas infectantes en el pasto en la segunda mitad de la temporada de pastoreo. Si, aproximadamente 2 meses después de la participación, la media geométrica de FEC (se deben muestrear al menos 20 animales) es > 200 EPG, los animales deben ser tratados inmediatamente para evitar brotes de gastroenteritis parasitaria clínica (GEP) [5]. Cabe mencionar que cuando la media geométrica FEC < 200 EPG, la probabilidad de que ocurra un brote clínico cae al 30%. Es importante resaltar que este umbral (200 HPE) se relaciona con la parasitosis clínica, pero es más importante para evitar pérdidas por parasitosis subclínica [24].

Tratamiento dirigido (TT). Los bajos resultados de FEC que generalmente se encuentran en muestras de animales criados en el hemisferio norte (y ganado lechero del hemisferio sur) han impedido cualquier intento de generar un umbral de FEC exitoso para el tratamiento con PGE subclínica. Sin embargo, en áreas tropicales y subtropicales, donde la presión parasitaria es mucho mayor, los resultados de FEC pueden ser más valiosos. Con base en un artículo reciente [13], es posible recomendar umbrales de tratamiento para Brasil y quizás también para propiedades en otros países en la misma latitud, sistemas de producción comparables (condiciones de pastoreo extensivo) y una combinación similar de infecciones por helmintos (60–75 % Cooperia; 15–25% Haemonchus; 10–15% Oesophagostomum; < 5% Trichostrongylus). Si un mínimo del 30% de los animales de un rebaño (independientemente de la categoría [terneros lactantes o destetados, novillas, adultos, etc.]) presentan aproximadamente 250 HPE, se justifica el tratamiento de todo el rebaño para evitar pérdidas por parasitosis subclínicas. .

Por supuesto, es importante reconocer que, independientemente de los resultados (bajos o altos), los resultados de FEC pueden abrir una ventana de oportunidad para que los veterinarios se involucren con los productores en parasitología. Sin embargo, si los FEC se utilizan como base para el asesoramiento sobre las opciones de control, también se deben considerar parámetros adicionales (como los resultados del coprocultivo, el historial parasitológico y las prácticas de manejo de la granja, la epidemiología, el aumento de peso, la producción de leche y las condiciones climáticas); de lo contrario, existe el riesgo de que se tomen medidas inapropiadas.

En comparación con el ganado bovino, los beneficios de la FEC son algo más claros en las ovejas, aunque, al igual que en el ganado bovino, las FEC deben verse como información diagnóstica adicional que se debe considerar junto con la historia clínica y los signos clínicos. La interpretación cuidadosa de los resultados es particularmente importante cuando la FEC es baja.

A pesar de las diferencias en fecundidad y patogenicidad entre GIN de ovejas, particularmente en animales jóvenes, las FEC se correlacionan mejor con las cargas de gusanos de Haemonchus contortus y Trichostrongylus spp. Otra observación interesante es que la fecundidad de las hembras adultas de Teladorsagia es inversamente dependiente de la densidad; en otras palabras, la producción de huevos por gusano es mayor cuando el número de gusanos en el intestino es bajo [25].

En brotes de infección aguda por GIN, la FEC media inicial en un grupo de animales puede ser baja porque la infección aún no se ha hecho patente. En particular, la infección prepatente por Nematodirus battus en corderos y las infecciones prepatentes por H. contortus en ovejas de cualquier edad pueden estar asociadas con una enfermedad grave e incluso con la muerte. Al interpretar los resultados de FEC, siempre se debe recordar que los huevos fueron producidos por gusanos recogidos por las ovejas 3 o 4 semanas antes. Los FEC no proporcionan información sobre el número de nematodos juveniles y prematuros presentes en el animal en el momento del muestreo.

En ovejas, los resultados de FEC se combinan de manera útil con los resultados del coprocultivo y ambos pueden usarse para guiar el tratamiento, especialmente cuando está presente H. contortus.

En Australia, se han desarrollado varias guías de decisión de empapado en múltiples regiones geográficas para ayudar a los agricultores a tomar decisiones de intervención basadas en FEC [26]. La Tabla 3 muestra un ejemplo de una matriz de decisión de empapado basada en los niveles de nutrición actuales, la condición del animal (medida de la nutrición anterior) y las especies de gusanos dominantes en una región de lluvias de verano. Estos umbrales de FEC son valiosos cuando los animales están predominantemente infectados por Haemonchus y Trichostrongylus. Actualmente, no es posible generar umbrales de FEC para otras especies de helmintos; la variabilidad en la producción de huevos y la patogenicidad de los gusanos entre las diferentes especies de gusanos ha impedido que se logre este objetivo. Cabe señalar que estas cifras solo están validadas para Australia.

También está disponible una guía para la interpretación de los resultados de FEC para el Reino Unido e Irlanda [27]. Esas cifras se presentan en las Tablas 4 y 5 y deben usarse junto con otros factores (epidemiología, historial de uso de antiparasitarios, prácticas de manejo de fincas e información climática) para proporcionar una recomendación más holística de cuándo y cómo (p. ej., tratamiento selectivo dirigido [TST ], TT) los animales deben ser tratados.

Orientar decisiones sobre la necesidad de tratamiento (incluyendo razones estratégicas).

Confirmación de parasitismo por GIN y diagnóstico diferencial de otras causas de diarrea y enfermedad [22].

Detección del antihelmíntico más eficaz (o verificación de la eficacia del tratamiento): para obtener detalles, consulte el punto 'Detección del antihelmíntico más eficaz (o verificación de la eficacia del tratamiento)' en la sección ¿En qué situaciones puede FEC agregar valor a las operaciones ganaderas? Para obtener más información sobre cómo proceder con una FECRT en pequeños rumiantes, consulte la guía COMBAR [28].

Control post-empapado. Para más detalles, consulte el punto 'Revisión posterior al empapado' en la sección ¿En qué situaciones puede FEC agregar valor a las operaciones ganaderas?.

Tratamiento dirigido o TST, como se mencionó anteriormente. Para más detalles, consulte la sección FEC: enfoque en ovejas.

Evaluación de la contaminación de los pastos por las etapas de pastos de vida libre de los parásitos GIN clave.

Identificación de animales con bajos recuentos de huevos de tricostrongilidos para ser utilizados como fenotipos objetivo en programas de cría de ovejas.

El método McMaster, desarrollado en el laboratorio McMaster de la Universidad de Sydney, es la técnica FEC más universalmente utilizada en parasitología veterinaria y la Asociación Mundial para el Avance de la Parasitología Veterinaria la recomienda para evaluar la eficacia de los fármacos antihelmínticos en rumiantes [29]. . Dado que su límite de detección es relativamente pobre para ciertas aplicaciones, se han desarrollado otras técnicas, como el protocolo de Wisconsin, la técnica mejorada de McMaster [30], Mini-FLOTAC y FECPAK, siendo estas dos últimas aplicaciones las más utilizadas. Sin embargo, todas las técnicas de FEC se basan en el principio de que las heces se mezclan con un medio de flotación y luego los huevos se cuentan en un tipo diferente de cámara de conteo.

La principal diferencia entre el protocolo de Wisconsin modificado y la técnica de McMaster está relacionada con los pasos de centrifugación. Una comparación de varias técnicas de FEC demostró que el paso de centrifugación permitió la recuperación más consistente de más huevos de las heces bovinas que otros métodos [31].

Al igual que con el protocolo de McMaster, existen varias variaciones de la técnica de Wisconsin modificada utilizada por diferentes laboratorios [32].

La búsqueda de métodos con mayor sensibilidad y precisión condujo al desarrollo de una técnica multivalente [33], conocida como FLOTAC, para el diagnóstico copromicroscópico cualitativo y cuantitativo de infecciones patentes de endoparásitos en animales y humanos. FLOTAC es una prueba sensible que permite la cuantificación de 1 EPG de heces. También permite el diagnóstico de larvas de lombrices pulmonares (Dictyocaulus spp.) y huevos de trematodos (Fasciola hepatica) según el tipo de medio de flotación. Las ventajas de la técnica FLOTAC sobre el método McMaster se demostraron en un estudio de resistencia antihelmíntica en bovinos porque permitió la inclusión de animales con una FEC de < 50 EPG de heces [34]. Sin embargo, FLOTAC consume más tiempo que la técnica McMaster y requiere una centrífuga para las placas. Estos factores se tomaron en consideración con el desarrollo de una técnica más conveniente, el mini-FLOTAC [7]. El mini-FLOTAC no requiere centrifugación y tiene buena sensibilidad, permitiendo la detección de 5 EPG.

El método FECPAK se basa en una modificación de la técnica de McMaster y tiene un límite mínimo de detección de 30 a 35 EPG de heces [35]. El método FECPAK original se desarrolló en Nueva Zelanda para proporcionar un método simple en la granja para la estimación de FEC. El método FECPAKG2 actualizado utiliza un enfoque de flotación-dilución similar a la técnica de McMaster, pero implica la captura de imágenes digitales de muestras sin el uso de un microscopio. Luego, las imágenes digitales de las muestras se almacenan y pueden ser evaluadas por técnicos capacitados para la identificación y el conteo de huevos de nematodos [36]. Cada imagen digital permanece disponible para fines de referencia y auditoría. La configuración de la prueba FECPAKG2 no requiere equipo de laboratorio especializado ni habilidades técnicas, y un operador lego puede realizar fácilmente la preparación en el campo.

Todas las técnicas mencionadas anteriormente tienen su propio valor específico y se pueden utilizar en todas las situaciones descritas anteriormente. Sin embargo, vale la pena señalar que cuanto menor sea el límite de detección y mayor la exactitud y la precisión, mejor se ajustará la técnica a una FECRT. En situaciones donde la presión parasitológica no es alta y se espera que los resultados de FEC sean bajos, se prefieren técnicas con un límite de detección bajo. Si la demanda de los resultados de FEC es urgente, FECPACK es la única herramienta de diagnóstico de lápiz disponible actualmente y permite una discusión in situ e inmediata sobre los resultados con el productor. Como consecuencia, el costo de FECPACK es generalmente más alto que las otras técnicas.

La Tabla 6 resume las características de las técnicas FEC mencionadas en este artículo.

A diferencia de los huevos de Trichuris spp., Strongyloides spp., Capillaria spp., Nematodirus spp., Toxocara spp. y Skrjabinema spp., que se identifican fácilmente en función de su morfología, los huevos de la mayoría de los géneros de estróngilos (Haemonchus, Ostertagia, Trichostrongylus, Cooperia y Oesophagostomum) son morfológicamente similares [16]. Por esta razón, la mejor manera de interpretar los resultados del examen fecal es asociar las FEC de los estróngilos con la identificación de larvas de tercer estadio (L3) recuperadas de cultivos fecales para determinar las proporciones de cada género de nematodo presente en función del número de huevos arrojados. [38]. Las descripciones detalladas de la diferenciación de las larvas infecciosas de los parásitos nematodos de ovejas y vacas están disponibles en [39].

La recomendación habitual es que se identifiquen 100 larvas de estróngilos L3, con los resultados expresados ​​como un porcentaje. Un error frecuente es la inclusión de larvas de Strongyloides papillosus en los resultados. El nivel de infección por S. papillosus debe evaluarse durante la FEC porque es posible diferenciar su pequeño huevo embrionado de los huevos de estróngilos morulados. Es muy importante considerar que S. papillosus también puede desarrollar una generación de adultos de vida libre que rápidamente producen huevos, lo que resulta en larvas infectantes en cultivos fecales. Por esta razón, incluso los cultivos que contienen inicialmente una pequeña cantidad de huevos de S. papillosus pueden terminar con una gran cantidad de larvas de S. papillosus L3. Por lo tanto, S. papillosus no debe incluirse en el porcentaje de larvas de nematodos identificados en cultivos fecales [16]. De manera similar, los huevos de Nematodirus, que son más grandes y más oscuros que otros huevos de estróngilos, se pueden enumerar fácilmente durante la FEC, al igual que los huevos de Trichuris en forma de barril y de caparazón grueso y los huevos de Toxocara redondos y de caparazón grueso que rara vez ocurren. En conclusión, solo el porcentaje de larvas de estróngilos debe aparecer en los resultados de los cultivos fecales.

Se necesitan entre 7 y 14 días adicionales para cultivar las larvas, y vale la pena mencionar que los huevos de diferentes helmintos no eclosionan ni se desarrollan de la misma manera que la etapa larvaria L3 debido a las condiciones de almacenamiento de las heces y la temperatura a la que se realiza la prueba. realizado puede favorecer a un género sobre otro [40]. Por lo tanto, es más seguro utilizar los resultados del cultivo de larvas como una indicación general de la población de gusanos presente, en lugar de una determinación precisa de la proporción de FEC aportada por cada género [41].

Dado que no se han definido umbrales subclínicos para el porcentaje de un género de helmintos para impulsar las decisiones de tratamiento, un coprocultivo proporciona poca ayuda para determinar si un tratamiento es necesario o no. Sin embargo, los coprocultivos son útiles para determinar qué especies generan resistencia en una propiedad después de que una FECRT haya mostrado resultados deficientes para un producto específico y para comprender la epidemiología de los parásitos.

En contraste con el ganado bovino, los coprocultivos se usan comúnmente para impulsar las decisiones de riego en las operaciones de ovejas, principalmente porque el porcentaje de Haemonchus y Trichostrongylus en la población total de gusanos juega un papel decisivo para decidir si se debe aplicar el tratamiento (consulte las Tablas 3, 4, 5).

La aglutinina de maní marcada con fluoresceína también es una prueba útil y más barata que el coprocultivo para diferenciar los huevos de Haemonchus en FEC [42].

La prueba de puntuación FAMACHA® se desarrolló como un indicador de TST para ovejas, pero también se ha demostrado que es útil para las pruebas en cabras [43,44,45]. El requisito previo para el uso exitoso de esta herramienta tanto en ovejas como en cabras es la presencia de H. contortus como el principal parásito entre la población de helmintos.

Dado que H. contortus es hematófago, es posible utilizar el color de las membranas mucosas y los valores de glóbulos rojos (volumen de células empaquetadas y hematocrito) como signos de parasitosis. El sistema FAMACHA® consta de una tabla de colores que se utiliza como indicador de qué individuos de una parvada deben recibir tratamiento selectivo para la hemoncosis [46]. El color de las membranas mucosas de todas las ovejas de un rebaño se verifica regularmente con la tabla FAMACHA®, y solo aquellas ovejas con membranas pálidas se tratan con un antihelmíntico. La razón detrás de este tratamiento selectivo es que permite identificar y tratar a los animales clínicamente afectados, pero también asegura que aquellos que no requieren tratamiento continuarán contaminando el pasto con huevos de nematodos, lo que podría generar refugios para mantener la diversidad genética del nematodo, y por lo tanto ralentizar/retrasar el desarrollo de resistencia antihelmíntica [47].

FAMACHA® no debe utilizarse como criterio selectivo en el diagnóstico de parásitos no hematófagos [46]. Por el contrario, el puntaje de diarrea y el puntaje de condición corporal, así como la disminución de la productividad (aumento de peso y producción de leche), FEC y otros indicadores de TST [48], pueden usarse para diagnosticar parásitos tanto hematófagos como no hematófagos [49, 50 ].

Cuando se utiliza la tabla FAMACHA®, la frecuencia de tratamiento con productos químicos puede reducirse considerablemente, en promedio, en > 50 % [46], lo que ralentiza el desarrollo de resistencia. Sin embargo, hay dudas sobre su impacto en la productividad. La mayoría de las investigaciones publicadas sobre este tema no indican ningún efecto negativo [51,52,53,54], pero los autores han señalado pérdidas potenciales [46, 55], principalmente cuando se usa FAMACHA© en corderos [56, 57]. El sistema FAMACHA® está considerado como uno de los mejores criterios de TST en ovejas [51, 52, 58]. Sin embargo, aún cuando Haemonchus es el parásito principal, no se recomienda utilizar el sistema FAMACHA® como criterio exclusivo para TST en corderos en crecimiento. El criterio productivo de ganancia de peso en corderos puede ser utilizado efectivamente en TST para el control de NGI sin pérdidas productivas, independientemente de cualquier asociación con el sistema FAMACHA® [55, 56]. Adicionalmente, se sabe que la presencia de Fasciola y/o Eimeria puede comprometer el éxito de la implementación de FAMACHA® [59].

El ensayo inmunoabsorbente ligado a enzimas (ELISA) es un inmunoensayo que se basa en la detección de anticuerpos del huésped contra Ostertagia ostertagi como indicador de infección. El sistema ELISA-Ostertagia se desarrolló inicialmente para el análisis de muestras de suero individuales. Sin embargo, se desarrolló y evaluó aún más para su aplicación en el análisis de leche individual y a granel. A pesar de que el ELISA de leche a granel refleja la exposición pasada al parásito, es una alternativa interesante para monitorear el estado de infección por O. ostertagi en hatos lecheros, ya que permite un diagnóstico rápido y moderadamente económico de parasitismo a nivel de hato [60].

Los resultados de ELISA de leche a granel pueden proporcionar información oportuna sobre el estado de exposición a parásitos dentro del panorama más amplio de un programa de control de la salud del rebaño. El monitoreo regular (aproximadamente 4 veces al año en el hemisferio sur y una vez al año en un entorno con un período de pastoreo de verano y un período de alojamiento de invierno) puede demostrar tendencias en los niveles de anticuerpos específicos del parásito y variaciones estacionales en el estado de la enfermedad. Los resultados del ELISA de leche a granel para O. ostertagi son eficaces para determinar los umbrales basados ​​en la producción, ya que proporcionan un indicador útil de las infecciones subclínicas y el estado de infección relativo de un rebaño [61, 62].

Un kit ELISA comercial para detectar anticuerpos contra O. ostertagi en muestras de leche está disponible en Indical Bioscience (Leipzig, Alemania). Los niveles de anticuerpos se expresan como la relación de densidad óptica (ODR). Desde una perspectiva económica, existe una relación importante entre la ODR de leche de tanque a granel y la producción de leche: cuanto mayor es la ODR, menor es la producción de leche del rebaño [63]. Anti-O. Los anticuerpos contra ostertagi en la leche son indicadores útiles en la evaluación de la exposición al parásito y las posibles pérdidas de producción y para informar los planes de control y las decisiones de tratamiento [64,65,66].

Se creó un cuadro para ayudar al usuario del kit en la interpretación de los resultados de la prueba de leche de tanque a granel (Fig. 2); los resultados > 0,5 o 0,8 ODR (dependiendo de la región geográfica) están asociados con un mayor riesgo de pérdidas de producción debido a NGI y, por lo tanto, pueden resultar en un aumento de la producción de leche después del tratamiento. Sin embargo, en algunas granjas con altas ODR, no se observa ningún efecto del tratamiento. Cabe señalar que este umbral ha sido validado solo para algunos países europeos. Al igual que muchas otras pruebas de diagnóstico, los títulos de anticuerpos contra O. ostertagi en la leche a granel no deben ser el único factor determinante en el proceso de toma de decisiones con respecto a las pérdidas estimadas y la posible respuesta al tratamiento.

Guía para la interpretación de la leche de tanque a granel Ostertagia ostertagi títulos de ensayo inmunoabsorbente ligado a enzimas (ODR) en relación con el impacto potencial en la producción de leche diaria individual en hatos lecheros. Para evaluar la importancia de la infección en un rebaño específico, se debe trazar en la línea la ODR de la leche del tanque a granel del rebaño. El efecto probable de este nivel de presión de infestación sobre el rendimiento promedio de leche del rebaño se puede leer en el eje Y. ODR, relación de densidad óptica

La concentración/los niveles de pepsinógeno en el plasma/suero sanguíneo están relacionados con la extensión del daño abomasal causado por parásitos como O. ostertagi. En la primera temporada de pastoreo, los valores altos de pepsinógeno en el ganado se correlacionan con la aparición de gastroenteritis parasitaria.

Cuando se sospecha ostertagiosis clínica, los niveles de pepsinógeno en plasma proporcionan los medios para un diagnóstico "rápido" a nivel de rebaño. Además, se ha demostrado que esta técnica es una herramienta de monitoreo útil cuando se usa en terneros de pastoreo de primera temporada en el alojamiento para evaluar la exposición a parásitos en la temporada de pastoreo anterior. Junto con el historial de manejo de la finca (p. ej., duración de la temporada de pastoreo, historial de tratamiento antiparasitario), los resultados permiten una discusión sobre las actividades de control de parásitos para el año siguiente. Varios autores han publicado estudios sobre la relación de los niveles de pepsinógeno con la carga de gusanos, la infectividad de los pastos, la quimioprofilaxis y las ganancias de peso [67,68,69,70,71], y también se ha revisado el valor de este indicador con fines de seguimiento [72, 73].

Los principales inconvenientes de la medición de pepsinógeno en plasma son la falta de un método estandarizado (la comparación de resultados de diferentes laboratorios puede ser un desafío) y el requisito de muestreo de sangre invasivo.

Anteriormente se proporcionó orientación sobre la implementación práctica de las mediciones de pepsinógeno en las granjas [74]. En términos generales, se recomienda que de seis a siete animales de un grupo de hasta 40 animales se analicen en el establo y que se recopile información sobre la duración de la temporada de pastoreo y la intensidad del tratamiento químico (quimioprofilaxis). Estos tres factores se pueden utilizar para evaluar la exposición como indicador tanto de la eficacia del control como del nivel de inmunidad adquirida contra O. ostertagi. Siguiendo el diagrama de flujo de la Fig. 3 [74], se puede desarrollar una recomendación práctica de control de parásitos para el año siguiente.

Diagrama de flujo utilizado para brindar consejos sobre el control de gusanos en los terneros de pastoreo de primera temporada. Una temporada de pastoreo se considera corta cuando ≤ 3 meses y larga cuando ≥ 6 meses. "Otro" significa que no se pudo realizar una clasificación en función de la falta de claridad de la información disponible [74]

Cabe señalar que, a pesar del valor práctico de esta técnica en el campo, es utilizada principalmente por investigadores, principalmente debido a su costo y la obligación de muestreo invasivo.

La prueba diagnóstica definitiva para F. hepatica es la necropsia hepática, que proporciona un diagnóstico muy preciso de fasciolosis cuando los conductos biliares se disecan cuidadosamente [75]. Claramente, esta no es una opción práctica como herramienta de manejo de rebaños o rebaños, ya que solo puede llevarse a cabo post mortem [76].

La prueba diagnóstica ante-mortem más utilizada es la detección de huevos en heces mediante técnicas de sedimentación o flotación, expresada como FEC [77]. Datos no publicados por la Animal and Plant Health Agency (APHA) del Reino Unido muestran que la técnica de sedimentación es más sensible que la flotación en sulfato de zinc (nota: no se evaluó una técnica que consiste en sedimentación y luego flotación). La técnica de sedimentación también permite diferenciar fácilmente los huevos de los trematodos del hígado de los de los trematodos del rumen. A pesar de los beneficios de los exámenes fecales para la detección de huevos de Fasciola, el período previo a la patente de Fasciola es de 8 a 10 semanas, según la especie huésped; por lo tanto, los recuentos de huevos solo son útiles a partir de aproximadamente 8 semanas después de la infección. Además, otros factores, como la edad del huésped, el contenido de agua fecal y el número de alícuotas analizadas por muestra, pueden afectar la sensibilidad de la FEC [78]. Pueden producirse falsos positivos o falsos negativos debido a la retención de huevos en la vesícula biliar durante al menos 2 semanas después del tratamiento exitoso [79]. Vale la pena señalar que las pruebas o análisis repetidos de > 30 g de heces pueden aumentar la tasa de detección hasta en un 90 % [75, 80]. FEC puede ser un mal indicador de infección cuando la carga de parásitos es baja o cuando las etapas inmaduras que no se reproducen están migrando [81, 82].

Los métodos coprológicos de sedimentación/flotación están bien establecidos en los laboratorios de diagnóstico de rutina, y también se pueden usar métodos como FLOTAC [33] y Flukefinder® [83] para detectar huevos de F. hepatica. Flukefinder® es un dispositivo de detección de huevos disponible comercialmente basado en una sedimentación modificada y una técnica de filtración fina. Se usa comúnmente en laboratorios de diagnóstico veterinario en Europa y América del Norte [84]. Flukefinder® es más eficaz que el método de sedimentación simple para recuperar huevos de trematodos en bovinos y ovinos [83].

Se ha sugerido que los animales con tan solo 1 a 10 parásitos crecen a un ritmo más lento que los animales no infectados [85]. Si este es el caso, las herramientas de diagnóstico con un límite de detección bajo son muy importantes. También puede ser aconsejable detectar cargas bajas de trematodos en ovejas debido a la alta sensibilidad de las ovejas a este parásito.

Como alternativa a las FEC, se han desarrollado ELISA específicos para trematodos hepáticos y se utilizan habitualmente en bovinos y ovinos. Fasciola hepatica–ELISA son pruebas adaptables que detectan antígenos específicos en heces o anticuerpos en sueros o leche combinados o individuales. La etapa más dañina de esta infección en el huésped final ocurre durante la migración de las etapas inmaduras, y el fracaso de las FEC como herramienta para diagnosticar las etapas migratorias inmaduras de la duela hepática en el huésped final es una gran desventaja de este método. En comparación, una gran ventaja de las pruebas ELISA es la detección temprana de infecciones. Además, las técnicas ELISA han demostrado una mejor sensibilidad de diagnóstico que los métodos coprológicos [86, 87].

Se ha demostrado que la detección de antígenos de F. hepatica en heces tiene una alta sensibilidad y especificidad [86, 88]. El ELISA para coproantígenos detecta antígenos excretores/secretores secretados por Fasciola adulta viva e inmadura tardía en las heces. Se ha demostrado que el MM3-Copro ELISA (Bio-X Diagnostics, Rochefort, Bélgica) detecta el 100 % de las ovejas con un trematodo y el 100 % del ganado vacuno con dos trematodos [89]. La primera detección de coproantígenos específicos de F. hepatica mediante ELISA de captura MM3 precedió a la primera detección en el recuento de huevos entre 1 y 5 semanas. En ovejas que se infectaron experimentalmente y luego se trataron con flukicida, los coproantígenos se volvieron indetectables entre 1 y 3 semanas después del tratamiento. El MM3-Copro ELISA no tuvo reacción cruzada cuando se probó en coinfecciones con paramphistome, coccidios y/o GIN [90, 91]. Por lo tanto, esta prueba podría usarse en lugar del examen fecal para detectar huevos de trematodos (ya que es potencialmente una prueba más económica) o para evaluar la eficacia de los fluquicidas.

Otro kit ELISA disponible para el diagnóstico de F. hepatica es el SVANOVIR® F. hepatica-Ab (Svanova-INDICAL Sweden AB, Uppsala, Suecia). Se ha demostrado que los resultados de esta herramienta de diagnóstico están fuertemente correlacionados con la infección (número de trematodos en el hígado), los niveles de anticuerpos contra F. hepatica y la pérdida de producción de leche o el peso de la canal [92, 93]. SVANOVIR® F. hepatica-Ab ha sido validado en ganado lechero y de carne usando muestras de leche y suero/jugo de carne, respectivamente, lo que permite monitorear la fasciolosis en varias etapas diferentes de la cadena de producción, incluso en las granjas, en las lecherías y en el matadero. . En este contexto, cabe señalar que los anticuerpos contra trematodos pueden persistir durante varios meses después de un tratamiento exitoso.

Las pruebas de sangre ELISA para F. hepatica-Ab en áreas donde F. hepatica es inusual se pueden usar para diagnosticar la infección. En Europa occidental, esta prueba se puede utilizar para indicar la primera infección en animales de pastoreo de primer año criados en casa para ayudar a identificar el momento del aumento de metacercarias en el otoño. Esto permite que los animales reciban un tratamiento más preciso para la fasciolosis aguda.

Se han desarrollado varios otros kits ELISA para la detección de la infección por F. hepatica en muestras de leche de tanque a granel. También se pueden utilizar para evaluar la respuesta al tratamiento en hatos lecheros. Es importante considerar las medidas de tratamiento aplicadas, la edad y el período de ordeño del rebaño antes de interpretar los resultados de ELISA de leche de tanque a granel [92].

La tabla 7 enumera las técnicas de diagnóstico de trematodos hepáticos y sus características y brinda orientación sobre las situaciones en las que se puede utilizar cada una de ellas [94].

La tos persistente es el signo clínico más común de dictyocaulosis en el ganado. Particularmente en las regiones templadas húmedas, se debe sospechar la enfermedad en cualquier ganado con tos que tenga acceso a los pastos, generalmente desde la mitad hasta el final del período de pastoreo. Los signos clínicos de tos, tolerancia reducida al ejercicio y una tasa de respiración rápida y pesada son más fáciles de observar cuando las vacas se traen para ordeñar o se mueven entre potreros. También se puede observar muerte súbita, especialmente en el caso del síndrome de reinfección. La típica "postura del gusano pulmonar", con el ganado de pie con la cabeza extendida y la lengua fuera, no se ve en todos los casos, pero debe buscarse. Los signos más sutiles de pérdida de peso y reducción de la producción de leche pueden ser la única característica clínica.

La Tabla 8 muestra varios organismos infecciosos que dan signos clínicos similares, y las infecciones concomitantes no son raras. Esto puede dificultar la estimación de la importancia relativa del gusano pulmonar cuando se observa la enfermedad. En los pastos, el gusano pulmonar se debe considerar como un probable 'factor estresante', que permite la aparición de enfermedades por parte de organismos infecciosos que, por sí solos, no se desarrollarían. Por ejemplo, las infecciones por gusanos pulmonares pueden causar el recrudecimiento del virus de la rinotraqueítis bovina infecciosa (IBR) presente de forma latente, y la tos regular crea un vehículo para la propagación de la IBR [95].

Los signos clínicos suelen comenzar después de la segunda semana de la infección; sin embargo, tanto la prueba de Baermann como la de ELISA, que revelan la presencia de gusanos adultos, solo serán positivas a partir de los días 23 a 28 posteriores a la infección. Esta 'brecha de diagnóstico' presenta un desafío, especialmente cuando muy pocos animales se ven afectados clínicamente. Es importante destacar que el ganado que es total o parcialmente inmune, incluidos los que sufren el 'síndrome de reinfección', normalmente albergará cargas de gusanos inmaduros y luego no dará positivo en ninguna de las pruebas. Durante el período previo a la patente, los lavados broncoalveolares pueden proporcionar información invaluable, pero se considera que consumen mucho tiempo y, por lo tanto, es posible que se utilicen poco como herramienta de diagnóstico. El diagnóstico se alcanza fácilmente durante los exámenes post-mortem. El kit de diagnóstico ELISA para el gusano pulmonar está más allá del alcance de la presente revisión debido a su disponibilidad geográfica restringida (solo en el Reino Unido y los Países Bajos).

La prueba de Baermann presenta una alta sensibilidad en terneros cuando se examinan al menos 30 g de heces [96]. Deben analizarse muestras individuales de varios animales que muestren signos clínicos. Si se considera un rebaño promedio de 73 animales (19 novillas y 54 vacas), nueve novillas y 15 vacas (segunda lactancia o posterior) deben analizarse individualmente para obtener al menos un resultado positivo [97]. Para reducir las posibilidades de una prueba falsa negativa, es fundamental que las muestras se refrigeren y procesen rápidamente. Incluso cuando se mantienen en el refrigerador, es probable que el 20% de las larvas de primera etapa (L1) mueran dentro de las 24 horas posteriores al muestreo. A temperatura ambiente, el 60 % y el 80 % de las larvas L1 habrán muerto después de 24 y 48 h, respectivamente [98]. Pueden producirse resultados falsos positivos o falsos negativos si las muestras se dejan durante un período de tiempo suficiente para que los huevos gastrointestinales se conviertan en larvas L1 y/o el gusano pulmonar L1 haya muerto.

El diagnóstico es uno de los pilares de un programa moderno de control de parásitos. Las mejores prácticas de control de parásitos se pueden resumir en tratar al animal correcto con el producto correcto, con la dosis correcta y en el momento correcto, y por último, pero no menos importante, con el manejo adecuado del pasto. Esta declaración puede ser simple, pero la implementación de las mejores prácticas para el control de parásitos sigue siendo un desafío para la mayoría de los veterinarios/productores de todo el mundo. En esta revisión, primero identificamos los animales correctos para ser tratados. Desafortunadamente, todavía no se dispone de una técnica de diagnóstico conveniente (del lado del lápiz, fácil de usar y de bajo tiempo de procesamiento) de bajo costo con un límite de detección bajo, alta exactitud y alta precisión. Sin embargo, al comprender qué herramientas de diagnóstico son accesibles y conocer sus ventajas y limitaciones, es posible elegir el método más adecuado para cada operación de producción. Si bien los resultados de algunas técnicas de diagnóstico pueden no ser sencillos, cuando se usan junto con otros datos de la granja, como el historial de control de parásitos, la epidemiología de los parásitos, las prácticas de manejo y el clima, son la base de una discusión basada en evidencia entre veterinarios y productores sobre la sostenibilidad. control de parásitos. Los parásitos han desarrollado resistencia a la mayoría de las clases de fármacos antihelmínticos actualmente disponibles en el mercado, y es poco probable que el desarrollo de productos innovadores (que contienen ingredientes farmacéuticos activos con nuevos modos de acción) supere el avance de la resistencia. Es por eso que todos los actores de la parasitología de rumiantes (agricultores, veterinarios, investigadores, reguladores y la industria de la salud animal) deben trabajar en prácticas que permitan el empleo de las mejores prácticas para el control sostenible de parásitos, y el diagnóstico parasitológico adecuado es el primer paso hacia este objetivo.

No aplica.

Huevos por gramo (de heces)

Ensayo inmunoabsorbente ligado a enzimas

Recuento de huevos fecales

nematodo gastrointestinal

Tratamiento selectivo dirigido

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Agradecemos a los siguientes colegas de Boehringer Ingelheim Animal Health por revisar el contenido: Dr. Sioned Timothy BVSc MSc MRCVS, gerente de servicios técnicos para rumiantes, Reino Unido e Irlanda; Dr. Diego Irazoqui—Director Técnico Rumiantes—ROPU Sudamérica; Dr. Roulber Silva—Director Técnico y Comercialización de Rumiantes—Brasil; Dr. Gareth Kelly—Gerente de Servicios Técnicos para Rumiantes—Australia; Dr. Abi Chase—Gerente de Servicios Técnicos para Rumiantes—Nueva Zelanda; Dra. Peggy Thompson—Directora Asociada, Mercadeo Técnico-Ganado—EE.UU.; Dr. Jo Maris—Gerente Técnico de Campo Ganado—Bélgica; Dra. Becky Fankhausen—Innovación global—EE.UU.

No aplica.

Boehringer Ingelheim Animal Health, Ingelheim am Rhein, Alemania

Gustavo Adolfo Sabatini

Universidad Federal de Mato Grosso do Sul, Campo Grande, Brasil

Fernando de Almeida Borges

Universidad de Gante, Gante, Bélgica

Edwin Clarebout

Universidad de Georgia, Atenas, EE. UU.

Leonor Sicalo Gianechini

Universidad Sueca de Ciencias Agrícolas, Uppsala, Suecia

Johan Höglund

Universidad de St. George, St. George, Indias Occidentales, Granada

Ray Mateo Kaplan

Universidad Federal de Goiás, Goiania, Brasil

Welber Daniel Zanetti Lopes

La antigua Agencia de Sanidad Animal y Vegetal (APHA), Perth, Reino Unido

sian mitchell

Universidad de Nápoles Federico II, Nápoles, Italia

Laura Rinaldi

Universidad Libre de Berlín, Berlín, Alemania

Jorge de Sansón-Himmelstjerna

Fiel & Steffan Consultores Asociados, Tandil, Argentina

pedro stefano

Universidad de Adelaida, Roseworthy, Australia

Roberto Woodgate

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Conceptualización: GS. Redacción y preparación del borrador original del manuscrito: GS. Redacción, revisión y edición del manuscrito: RK, FB, GSH, JH, LR, LG, PS, RW, SM, WL, EC. Todos los autores leyeron y aprobaron el manuscrito final y dieron su consentimiento para su publicación.

Correspondencia a Gustavo Adolfo Sabatini.

No aplica.

Este artículo es el resultado del Ruminant Parasit'Xpert 2021, un evento científico organizado y patrocinado por Boehringer Ingelheim Animal Health (Ingelheim am Rhein, Alemania).

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Reimpresiones y permisos

Sabatini, GA, de Almeida Borges, F., Claerebout, E. et al. Guía práctica para el diagnóstico de nematodos gastrointestinales, trematodos hepáticos y gusanos pulmonares de rumiantes: interpretación y utilidad de los resultados. Vectores de parásitos 16, 58 (2023). https://doi.org/10.1186/s13071-023-05680-w

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Recibido: 07 noviembre 2022

Aceptado: 21 de enero de 2023

Publicado: 08 febrero 2023

DOI: https://doi.org/10.1186/s13071-023-05680-w

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